А. Определеление концентрации фибриногена.

⇐ ПредыдущаяСтр 2 из 4Следующая ⇒

К 1,0 мл плазмы крови прибавляют 0,1 мл 5% раствора хлорида кальция и 0,1 мл раствора тромбопластина. Пробу инкубируют в термостате при 37⁰С в течение 30 мин. Сгусток образовавшегося фибрина отжимают фильтровальной бумагой и взвешивают на торсионных весах.

Концентрацию фибриногена (С, мг%) в плазме определяют по формуле:

С = А · 22,2, где

А – масса сгустка фибрина;

22,2 – постоянный коэффициент.

Норма у человека: 200-400 мг% (2-4 г/л).

Б. Определение протромбинового времени.

К 0,1 мл плазмы прибавляют 0,2 мл 0,277% раствора хлорида кальция. Пробу инкубируют 10с при 37⁰С (в водяной бане). Затем прибавляют 0,1 мл раствора тромбопластина и сразу же включают секундомер. Регистрируют время образования сгустка крови.

Норма: 1 2-2 0 с.

В. Тромботест.

К 0,1 мл плазмы прибавляют 5 мл 0,05% раствора хлорида кальция. Пробу хорошо встряхивают и инкубируют 30 мин в термостате при 37⁰С.

Результаты оценивают по семибалльной шкале:

1 балл – опалесценция раствора;

2 балла – крупинки;

3 балла – хлопья;

4 балла – «нити»;

5 баллов – «сеточка»;

6 баллов – «мешочек»;

7 баллов – плотный «мешочек».

Норма: 4-5 баллов.

Г. Определение времени рекальцификации плазмы.

К 0,1 мл 0,277% раствора хлорида кальция прибавляют 0,1 мл физиологического раствора. Пробу инкубируют в течение 1 мин в водяной бане при 37^оС. Затем прибавляют 0,1 мл плазмы и сразу же включают секундомер. Отмечают время образования сгустка крови.

Норма: 60-120с.

Работа №2. Решение ситуационных задач по теме.

ЗАНЯТИЕ №15

Коллоквиум по темам:

1. Патофизиология печени.

2. Патофизиология печени (желтухи).

3. Патология почек.

4. Нарушения системы эритроцитов.

5. Нарушения системы лейкоцитов.

6. Лейкозы.

7. Патология системы гемостаза.

ЗАНЯТИЕ №16

Тема. Патофизиология эндокринной системы.

Цель занятия. Изучить этиологию, патогенез и основные проявления типовых форм патологии эндокринных желез.

Теоретические вопросы.

1. Нарушение центральной транс- и парагипофизарной регуляции эндокринных желез.

2. Общая этиология и патогенез эндокринных расстройств.

3. Роль обратной связи в эндокринной патологии.

4. Гигантизм, акромегалия, гипофизарный нанизм, этиология, патогенез клинических проявлений.

5. Болезнь и синдром Иценко-Кушинга, причины и механизм развития, клинические проявления.

6. Адреногенитальный синдром, механизм развития.

7. Острая и хроническая недостаточность надпочечников, этиология, патогенез клинических проявлений.

8. Этиология и патогенез первичного и вторичного альдостеронизма, последствия для организма.

9. Эндемический и токсический зоб (Базедова болезнь), кретинизм, микседема, причины и механизм развития, клинические проявления.

10. Гипер- и гипофункция паращитовидных желез, причины, механизм развивающихся нарушений.

11. Нарушение функции половых желез, причины, клинические проявления.

Работа №1. Роль неспецифической резистентности организма в условиях гипоксии.

Материальное оснащение.

1. Аппарат Комовского	- 1 шт.
2. Ртутный манометр	- 1 шт.
3. Тазик с водой	- 1 шт.
4. Шприц на 1-2 мл	- 1 шт.
5. Пинцет	- 2 шт.
6. Почкообразный тазик	- 1 шт.
7. Вазелин
8. 10% раствор глюкозы в колбе	3 мл
9. Животные: белые мыши	- 3 шт.

Методика проведения опыта.

Опыт ставится на трех белых мышах одинакового веса. Первая мышь – контрольная. Второй мыши дважды, за 1ч и за 10 мин до опыта, подкожно вводят по 0,5 мл 10% раствор глюкозы. Третью мышь непосредственно перед опытом заставляют плавать в воде до полного изнеможения (обычно 15-20 мин). Всех трех мышей помещают под колпак аппарата Комовского. Обязанности распределяются следующим образом: первый студент наблюдает за поведением контрольной мыши; второй – регистрирует поведение мыши, получившей глюкозу; третий – наблюдает за поведением плавающей мыши; четвертый – регистрирует показания ртутного манометра; пятый – равномерно откачивает воздух из камеры; шестой - регистрирует полученные результаты.

При проведении опыта определяют частоту дыхания, двигательную активность, мышечный тонус, окраску видимых слизистых и кожных покровов, отмечают появление судорог и время гибели животных. При изменении в поведении животных откачивание воздуха прекращают.

Результаты опыта вносят в таблицу:

Показания манометра	Барометрическое давление (в мм рт.ст.)	Высота (в м)	Контроль (исходные данные)	Изменения в поведении мышей
Показания манометра	Барометрическое давление (в мм рт.ст.)	Высота (в м)	Контроль (исходные данные)	после введения глюкозы	при мышечном утомлении
0	760	0
0,2	688	1500
0,4	456	3800
0,6	304	6500
0,7	238	9000
0,8	148	12000

Полученные результаты обсуждают и делают выводы. При этом обращают внимание на роль неспецифической резистентности в условиях гипоксии. Выясняют возможность изменения резистентности организма под влиянием повреждающих факторов, что играет большую роль в патогенезе и саногенезе.

Работа №2. Влияние удаления околощитовидных желез на содержание кальция в сыворотке крови.

Материальное оснащение.

1. Операционный столик для мелких животных	1 шт.
2. Резинки для фиксации конечностей	4 шт.
3. Колпачек для эфирного наркоза	1 шт.
4. Корцанг	1 шт.
5. Скальпель	1 шт.
6. Ножницы	1 шт.
7. Глазные ножницы	1 шт.
8. Глазные пинцеты	3 шт.
9. Лигатурные иглы	1 шт.
10. Иглодержатель	1 шт.
11. Хирургические иглы	2 шт.
12. Шовный материал (шелк)
13. Эфир для наркоза
14. Спирт
15. Вата
16. Шприц на 2 мл	1 шт.
17. Центрифуга электрическая	1 шт.
18. Водяная баня	1 шт.
19. Микробюретка	1 шт.
20. Центрифужные пробирки	3 шт.
21. Градуированные пипетки на 1 мл	2 шт.
22. Тонкая стеклянная палочка	- 1 шт.
23. Щавелево-кислый аммоний (насыщенный раствор на бидистиллированной воде)	- 5 мл
24. 2% раствор аммиака	- 10 мл
25. 1н раствор серной кислоты	- 5 мл
26. 0,01н раствор марганцевокислого калия	- 20 мл
27. Бидистиллированная вода	- 20 мл
28. Животные: крысы	- 2 шт.

Методика проведения опыта.

За 2-3 дня до занятия у крысы удаляют околощитовидные железы. Под эфирным наркозом крысу фиксируют за лопатки к операционному столику брюшной стороной кверху. На шее животного состригают шерсть, и область операционного поля смазывают спиртом. По средней линии шеи скальпелем делают продольный разрез длиною 2,5-3 см через кожу, подкожную клетчатку и фасцию. По средней линии острыми пинцетами разделяют грудинно-подъязычные мышцы и тупым крючком отодвигают одну из них в сторону, открывая соответствующую долю щитовидной железы. Латеральный угол переднего полюса этой доли тщательно отделяют от окружающих тканей и осторожно вырезают кончиком глазных ножниц расположенную здесь околощитовидную железу. Потом отодвигают в противоположную сторону вторую грудинно-подъязычную мышцу и удаляют околощитовидную железу, расположенную у латерального угла переднего полюса второй доли щитовидной железы. Затем, сдвинув назад обе грудинно-подъязычные мышцы, накладывают на срединный разрез кожи несколько шелковых швов.

Получение сыворотки крови.

Крысу помещают под стеклянный колпак. Кровь животного собирают в пробирку путем введения иглы шприца в хвостовую вену, обработанной гепарином (получают 2-3 мл крови). После свертывания крови и ретракции сгустка берут сыворотку и исследуют содержание в ней кальция с помощью описанной ниже методики.

Определение кальция в сыворотке крови.

В центрифужную пробирку наливают 2 мл бидистиллированной воды и приливают 1 мл сыворотки крови крысы и 1 мл щавелевокислого аммония. Оставляют стоять 30 мин, а затем центрифугируют 5-10 мин. На дне пробирки отделяется плотный белый осадок из щавелевокислого кальция. Жидкость над осадком сливают, быстро опрокидывая пробирку. Края последней обтирают фильтровальной бумагой. Наливают в пробирку 4 мл 2%-ного раствора аммиака и смешивают с этим раствором жидкость оставшуюся над осадком. Снова центрифугируют, сливают жидкость над осадком и обтирают фильтровальной бумагой края пробирки. Так поступают 2-3 раза. Потом в осадок наливают 2 мл 1н серной кислоты, размешивают тонкой стеклянной палочкой и погружают пробирку в кипящую водяную баню на 2 мин (жидкость нагревают до 70-80⁰С). Горячий раствор титруют из микробюретки 0,01н раствором марганцевокислого калия до появления бледно розовой окраски, не исчезающей в течение 1 мин.

Одновременно производят контрольное определение (холостой опыт). В центрифужную пробирку наливают 2 мл бидистиллированной и 1 мл насыщенного раствора щавелевокислого аммония. Оставляют стоять 30 мин, затем центрифугируют и обрабатывают так же, как пробу с сывороткой крови. Количество 0,01н раствора марганцевокислого калия, затраченное на титрование холостого опыта, вычисляют из количества раствора, затраченного при титровании пробы с сывороткой крови.

Расчет. 1 мл 0,01 н раствора марганцевокислого калия соответствует 0,2мл кальция. Чтобы определить количество кальция в мг на 100 мл сыворотки крови, надо разность между числом мл марганцевокислого калия, пошедших на титрование опытной и контрольной проб умножить на 0,8 м на 100.

Работа №3. Решение ситуационных задач по теме.

ЗАНЯТИЕ №17

Тема. Патофизиология нервной системы.

Цель занятия. Изучить причины, механизмы развития и проявления повреждений центральных и периферических отделов нервной системы.

Теоретические вопросы.

1. Общая этиология и патогенез повреждения нервной системы.

2. Патофизиология денервированных тканей.

3. Нейрогенные расстройства движения. Парезы, параличи, гиперкинезы.

4. Нейрогенные нарушения чувствительности.

5. Механизмы болевого ощущения. Биологическое значение боли как сигнала опасности и повреждения.

6. Патофизиологические основы обезболивания.

7. Патофизиология функций вегетативной нервной системы (гипоталамуса, парасимпатической и симпатической иннервации).

8. Локальное повреждение коры головного мозга, причины, механизм развития, последствия.

9. Патология высшей нервной деятельности. Классификация, этиология, патогенез, значение в возникновении и развитии других болезней.

Работа №1. Определение времени рефлекса по Тюрку при экспериментальном нарушении функции спинного мозга у лягушек.

Материальное оснащение:

1. Весы	- 1 шт.
2. Универсальный штатив	- 1 шт.
3. Шприц 1,0 мл	- 2 шт.
4. Секундомер	- 2 шт.
5. Ножницы	- 2 шт.
6.0,5% раствор серной кислоты	- 20,0 мл
7. 1% раствор фенола	- 3 мл
8. 0,05% раствор стрихнина	- 1 мл
9. Животные: лягушки	- 2 шт.

Методика проведения опыта.

Двух декапитированных лягушек подвешивают при помощи крючков на штативе и, погрузив кончики пальчев одной из задних лапок в серную кислоту (0,25% раствор), устанавливают время рефлекса. Определять время рефлекса каждой лягушки следует не менее 3-4 раз с интервалом между определениями в 5 минут.

Первой лягушке вводят под кожу спины 1% раствор фенола из расчета 0,1 мл на 10 г веса, второй – в лимфатический мешок 0,05% раствор стрихнина из расчета 0,3 мл на 10г веса. Через каждые 5 минут после введения вещества определяют время рефлекса у обеих лягушек не менее 4-5 раз. При этом обращают внимание на характер рефлекторных сокращений: у лягушки, отравленной стрихнином, наблюдаются генерализованные тетанические судороги с преобладанием сокращения мышц разгибателей; у лягушки, отравленной фенолом, можно отметить спонтанные, атетозоподобные сокращения мышц.

Все данные заносят в таблицу, оформляют в виде графика, анализируют результаты и делают выводы о нарушениях рефлекторной деятельности спинного мозга в условиях стрихнинной и фенольной интоксикации.

время рефлекса

по Тюрку

время в мин.

Работа № 2. Моделирование эпилепсии у мышей инъекцией камфары.

Материальное оснащение.

1. Кюветы	- 6 шт.
2. Большие стеклянные воронки	- 6 шт.
3. Шприцы на 1 мл с иглами	- 4 шт.
4. Секундомеры	- 2 шт.
5. 20% масляный раствор камфары	- 2 шт.
6. 2% раствор барбамила	- 0,5 мл
7. Эфир для наркоза	- 16 мл
8. Животные: белые мыши	- 6 шт.

Методика проведения опыта.

Берут трех взрослых мышей близких по массе тела. Первую мышь помещают под стеклянную воронку, куда кладут вату, смоченную эфиром. После наступления наркоза ей в брюшную полость вводят 0,5 мл 20% раствора камфары, подогретого до температуры тела. Второй и третьей мышам также внутрибрюшинно вводят то же количество камфары. Мышей сажают под отдельные стеклянные воронки и наблюдают за их поведенчискими реакциями. Очень скоро у второй и третьей мышей появляются непроизвольные сокращения мышц туловища и конечностей. Отмечают время появления судорог с момента инъекции раздражителя, их характер, продолжительность, периодичность, поведение животных между приступами. У первой мыши состояние наркотического сна не меняется.

После полного развития клинической картины экспериментальной эпилепсии второй мышке внутрибрюшинно вводят 0,1-0,15 мл 2% раствора барбамила. После инъекции препарата непроизвольные судорожные сокращения мышц прекращаются.

При оформлении протокола опыта объясняют механизм развития эпилептических приступов с учетом их отсутствия у наркотизированного животного и прекращения у второй мыши после инъекции барбамила. Делают выводы.

Работа №3. Моделирование развития клонико-тонических судорог у кролика.

Материальное оснащение.

1. Шприц на 5 мл с иглой
2. Препаровальная игла
3. 70% раствор этилового спирта	- 5 мл
4. 10% раствор коразола	- 8 мл
5. Животные: кролик лягушки	- 1 шт. - 2 шт.

Методика проведения опыта.

Интактному кролику в боковую вену уха быстро вводят 10% раствор коразола из расчета 20 мг на 1 кг массы тела. Введение коразола в указанной дозе почти никогда не приводит к гибели животного, но вызывает развитие резко выраженных клонико-тонических судорог. Вскоре после инъекции раствора у подопытного животного развивается одышка, затем двигательное беспокойство, сменяющееся взрывом судорог. Судорожный приступ, возникший под воздействием коразола, протекает со сменой фаз: вначале наблюдаются прерывистые непроизвольные ритмические сокращения поперечно-полосатой мускулатуры (клонические судороги) преимущественно конечностей, затем появляются длительные, периодически наступающие сокращения (тонические судороги) мышц и, наконец, вновь возникают клонические судороги. Животное впадает в состояние глубокого угнетения. Для анализа механизма коразолового гиперкинеза 2,5 мл 10% раствора коразола вводят в спинной лимфатический мешок интактной лягушки, а затем коразол в той же дозе вводят второй спинальной лягушке. Судороги у последней не развиваются.

При оформлении протокола опыта отмечают особенности клинического проявления клонических и тонических судорог. Анализируют механизм наблюдаемых двигательных расстройств. Делают выводы.

Работа №4. Моделирование гиперкинеза у лягушек введением стрихнина.

Материальное оснащение.

1. Большие стеклянные воронки	- 6 шт.
2. Шприцы на 1 мл с иглой	- 2 мл
3. Глазные ножницы	- 2 шт.
4. Хирургические пинцеты	- 2 шт.
5. Хирургические иглы с нитью	- 2 шт.
6. Пинцеты	- 2 шт.
7. Кюветы	- 6 шт.
8. 1% раствор нитрата стрихнина	- 6 мл
9. Хлороформ для наркоза	- 20 мл
10. Животные: лягушки	- 6 шт.

Методика проведения опыта.

Одной из трех лягушек перерезают спинной мозг на уровне 1-2-го позвонков, другой лягушке рассекают спинной мозг в области поясницы на уровне 5-6 позвонков. На кожные раны накладывают швы. Обеим оперированным лягушкам и одной интактной подкожно, в брюшной лимфатический мешок, вводят по 1 мл 0,1% раствора нитрата стрихнина. Лягушек помещают в кюветы и накрывают стеклянными воронками. Наблюдают за общим состоянием и поведением каждой из них. Приподнимая воронку, периодически пощипывают кожу пинцетом, определяя реакцию на раздражение. Обращают внимание на повышение рефлекторной возбудимости, появление клонических, тонических судорог. Отмечают разницу в проявлении непроизвольных сокращений конечностей у всех трех лягушек, специфику положения передних и задних ног у подопытных животных. На фоне полного проявления классических судорог у неоперированной лягушки под воронку, где она находится, помещают вату, пропитанную хлороформом. Через несколько минут судороги исчезают. Воронку с ватой убирают и вновь наблюдают появление клонико-тонических сокращений скелетных мышц.

При оформлении протокола опыта дают характеристику тоническим клоническим судорогам. Объясняют, почему отсутствуют непроизвольные сокращения мышц ниже места перерезки спинного мозга. Устанавливают причину прекращения судорог при вдыхании хлороформа. Делают выводы о влиянии стрихнина на различные отделы нервной системы.

Работа №5. Двигательный паралич центрального и периферического происхождения у лягушки.

Материальное оснащение.

1. Штатив с двумя рядами крюков	- 1 шт.
2. Ножницы	- 2 шт.
3. Пинцет	- 2 шт.
4. Препоровальная игла	- 2 шт.
5. Лоток	- 1 шт.
6. Дощечка	- 1 шт.
7. Вата
8. 1% раствор HCl в стаканчике	- 20 мл
9. Вода в стаканчике	- 50 мл
10. Животные: лягушка	- 1 шт.

Методика проведения опыта.

1. Лягушку декапитируют. Через 5-10 минут после исчезновения признаков спинального шока животное подвешивают на штативе за нижнюю челюсть и раздражают сначала механическим пощипыванием ножки пинцетом, а затем погружением обоих задних лапок в 1% раствор соляной кислоты. После воздействия кислотой лапки обязательно трижды промывают водой. Отмечают силу ответной двигательной реакции и состояние мышечного тонуса лапок лягушки на действие раздражителя.

2. Лягушку снимают с крючка, помещают на препоравальной дощечке спинкой кверху. На одной из лапок отпрепаровывают седалищный нерв, который затем перерезают на уровне средней трети бедра. Лягушку вновь подвешивают на крючок. Обращают внимание на длину и величину суставного угла лапки с перерезанным седалищным нервом. Затем, начиная с контрольной, лапки поочередно раздражают погружением в 1% раствор соляной кислоты. Отмечают особенности ответной двигательной реакции (скорость и сила сокращения) контрольной и опытной лапок. Обсуждают полученные результаты, определяют вид двигательного расстройства. Делают выводы.

3. У декапитированной лягушки, подвешенной на крючке, разрушают спинной мозг путем введения иглы в спинномозговой канал. Обращают внимание на характер рефлекторной активности обеих лапок в ответ на механическое раздражение, длину конечностей и состояние мышечного тонуса. Обсуждают полученные результаты, определяют вид двигательного расстройства, делают выводы.

Работа №6. Решение ситуационных задач по теме.

Рекомендуемая литература

- основная литература

Патофизиология: Учебник / Литвицкий П.Ф.- В 2Т. – 2-е изд., испр. и доп. – М.: ГЭОТАР-МЕД, 2003.
Патофизиология. Курс лекций: Учебное пособие / П.Ф. Литвицкий, Н.И.Лосев, В.А. Войнов и др. – М.: Медицина, 1997. – 752с.: ил.
Патологическая физиология. Под редакцией А.Д. Адо. Москва. Триада-Х. – 2001г.

- дополнительная литература

Билибин Д.П., Дворников В.Е. Патофизиология алкоголизма и наркомании. Москва, 1991.
Васильев Н.В. Система крови и неспецифическая резистентность в экстремальных климатических условиях. – Новосибирск: Наука, 1992. – 255с.
Галанкин В.Н. Проблема воспаления с позиций теории и клиники. – М.: УДН, 1991. – 120с.: ил.
Гончарик И.И. Лихорадка. – Минск: Вышейшая школа, 1999. – 176с.
Гриппи Майкл А. Патофизиология легких. – М.: БИНОМ; СПб.: Невский Диалект, 2000. – 332с.
Доценко В.А. Болезни избыточного и недостаточного питания: Учебное пособие для вузов. – СПб.: Фолиант, 2004. – 112с.
Жуков Б.Н. Болезни переферических вен. – Самара: СГМУ, 1993. – 93с.: ил.
Зайко Н.Н. Патологическая физиология: Учебник. – Киев: «Вища школа», 1985. – 576с.
Крыжановский Г.Н. Общая патофизиология нервной системы. – М.: Медицина, 1997. – 350с.: ил.
Метастазирование опухолей: Патогенет. аспекты / К.П. Балицкий, А.Л.Воронцова, И.А. Лисняк. – Киев: Наукова думка, 1991. – 199с.
Напалкова С.М., Авакова М.Н., Кузьмина И.А. Воспаление и его фармакотерапия. Учебное пособие для студентов 3-го курса медицинского факультета. Ульяновск, 2001, 29с.
Подылова С.Д. Болезни печени. Руководство дл врачей. М., Медицина, 1993.
Рагозин О.Н., Авакова М.Н. Патофизиология биоритмов. Методическое пособие для преподавателей, врачей, студентов. Ульяновск, 2002, 54с.
Саркисов Д.С. Избранные лекции по курсу общей патологии. М., 1992, В.1, 125с.
Серов В.В. Общепатологические подходы к познанию болезни. М.: Медицина, 1999.
Физиология и патофизиология сердца: В 2-х томах / Под ред. Н. Сперелакиса. – М.: Медицина, 1990.
Чернышев В.А. Юшков Б.Г. Патофизиология. Москва. «Bere», 2001. – 704с.
Шейман Джеймс А. Патофизиология почки. – М.; СПб.: БИНОМ: Невский Диалект, 1999. – 205с.
Шулуйко Б.И. Болезни печени и почек. М., 1995.
Шулутко Б.И. Болезни печени и почек. – СПб.: Ренкор, 1995. – 480с.

ЗАНЯТИЕ

Тема. Патофизиология дыхания.

Цель занятия. Изучить причины, механизмы развития и проявления дыхательной недостаточности.

Теоретические вопросы

12. Дыхательная недостаточность, определение, классификация (по этиологии, течению, степени компенсации, патогенезу).

13. Нарушения альвеолярной вентиляции, причины, механизм развития.

14. Этиология и патогенез нарушения вентиляции легких по обструктивному и рестриктивному типу. Эмфизема легких, бронхиальная астма, пневмоторакс, пневмония.

15. Функциональная диагностика нарушений вентиляции легких.

16. Причины и механизм развития нарушения легочного кровотока. Изменения вентиляционно-перфузионного показателя, его оценка.

17. Диффузионные формы дыхательной недостаточности, причины, проявления.

18. Нарушения регуляции дыхания (тахи-, бради-, гипер-, гипопноэ, дыхание Куссмауля, апнейстическое и гаспинг-дыхание), причины, механизм развития, проявления.

19. Интермитирующие формы патологического дыхания (периодическое дыхание Чейн-Стокса, Биота), этиология, патогенез.

20. Асфиксия, причины, механизм развития, стадии.

21. Кашель, чихание, причины, механизм возникновения.

12.Одышка, определение, виды, причины и механизм развития.

13.Изменение газового состава крови и кислотно-основного состояния при дыхательной недостаточности в стадиях компенсации и декомпенсации.

Работа № 1. Характер изменения внешнего дыхания при экспериментальном повреждении легочной ткани.

Материальное оснащение.

1. Деревянный столик для фиксации

мелких теплокровных животных - 1 шт.

2. Шприц на 1 мл с длинной иглой - 1 шт.

3. Вата в стакане - 20 г

4.1% раствор гексенала - 5 мл

5. Горячая вода (70-80^оС) в пробирке - 10 мл

6. Животные: белая крыса - 1 шт.

Методика проведения опыта.

Крысу, находящуюся под гексеналовым наркозом (30 мг/кг, в/б), привязывают к столику брюшком вверх. В исходном состоянии оценивают характер дыхания (подробнее см. в работе 1). Затем шприцем прокалывают грудную клетку по средней аксиллярной линии; в левое легкое вводят 0,5 мл горячей воды.

При описании результатов опыта обращают внимание на характер возникшей одышки. Экскурсию грудной клетки в виде пневмограммы зарисовывают в тетрадях. В заключении выясняют механизмы наблюдаемого нарушения дыхания. По проделанной работе делают соответствующие выводы.

ЗАНЯТИЕ

Тема. Нарушения системы эритроцитов.

Цель занятия. Изучить причины, механизм развития, гематологические показатели и клинические проявления различных видов анемий.

Теоретические вопросы:

1. Эритроцитозы, определение понятия, виды, клинические проявления.

2. Характеристика абсолютных и относительных, наследственных и приобретенных эритроцитозов, их этиология и патогенез.

3. Анемии, определение, принципы классификации ( по этиологии, патогенезу, типу кроветворения, цветовому показателю, регенераторной способности костного мозга, размеру и форме эритроцитов).

4. Острая постгеморрагическая анемия, этиология, патогенез, стадии, гематологические проявления.

5. Гемолитическая анемия, причины, механизмы развития, гематологические проявления.

6. Железодефицитная анемия, причины, механизмы развития, гематологические проявления.

7. В-12-(фолиево)-дефицитная анемия, причины, механизмы развития, гематологические проявления.

8. Гипо- и апластические анемии, причины, механизмы развития, гематологические проявления.

9. Клинические проявления и компенсаторно-приспособительные механизмы при анемиях.

10. Принципы диагностики и лечения анемий.

11. Осмотическая резистентность эритроцитов, определение понятия, виды.

12. Причины и механизм нарушения осмотической резистентности и скорости оседания эритроцитов, их диагностическое значение.

Работа №1. Характеристика клеточного состава крови больных с различными видами анемий.

Материальное оснащение.

1.Мазки крови больных:

с постгеморрагической анемией - 2 шт.

с гемолитической анемией - 2 шт.

с В₁₂ – дефицитной анемией - 2 шт.

2.Микроскоп - 1 шт.

3.Иммерсионное масло в масленке - 10 мл.

Ход анализа.

Под иммерсионной системой микроскопа (окуляр – 15^х, объектив – 90^х) изучают готовые мазки крови больных с указанными анемиями. Обращают внимание на патологические формы эритроцитов (анизо-, пойкилоцитоз; мегалобластический тип гемопоэза и др.). Обнаруженные в мазках крови измененные эритроциты зарисовывают в тетрадях. Делают выводы по проделанной работе.

ЗАНЯТИЕ

Тема. Нарушение системы лейкоцитов.

Цель занятия. Изучить причины и механизм развития лейкоцитозов и лейкопений. Научить оценивать по анализу крови характер нарушений в системе лейкоцитов.

Теоретические вопросы:

1. Лейкоцитозы, определение. Понятие физиологических и патологических лейкоцитозов.

2. Классификация лейкоцитозов по характеру изменения лейкоцитарной формулы.

3. Типы ядерного сдвига гранулоцитов при патологии белой крови, его диагностическое значение.

4. Основные этиологические факторы развития лейкоцитозов.

5. Лейкопении, определение, виды, причины развития, последствия для организма.

6. Агранулоцитозы, причины, механизм развития, проявления.

7. Лейкемоидные реакции, виды, этиология, патогенез, изменения кроветворения.

8. Отличие лейкемоидных реакций от лейкозов.

Работа №1. Изучение показателей красной крови при экспериментальной постгеморрагической анемии.

Материальное оснащение:

1.Животные: кролик с постгеморрагической анемией - 1 шт.

Остальное см. в работе №1.

Методика проведения опыта:

У кролика за 2 дня до занятия выпускают 40-50% крови, вследствие чего развивается острая постгеморрагическая анемия.

В день занятий в крови, взятой из краевой вены, определяют концентрацию гемоглобина, подсчитывают число эритроцитов и ретикулоцитов, вычисляют цветовой показатель (способы оценки указанных параметров крови см. в работе №1).

Результаты, полученные в работах 1 и 2, сопоставляют и анализируют. В заключении обсуждают механизмы развития постгеморрагической и гемолитической анемий.

ЗАНЯТИЕ

Тема. Патология системы гемостаза.

Цель занятия. Изучить причины, механизм развития, важнейшие показатели коагулограммы при патологии системы гемостаза.

Теоретические вопросы.

1. Механизмы тромборезистентности сосудистой стенки.

2. Роль тромбоцитов в механизмах гемостаза.

3. Понятие сосудисто-тромбоцитарного (первичного) гемостаза и коакуляционного (вторичного) гемостаза.

4. Методы исследования первичного и вторичного гемостаза. Понятие о коагулограмме.

5. Гиперкоагуляционно-тромботические состояния, тромбозы, этиология, патогенез, исходы.

6. Особенности тромбообразования в артериальных и венозных сосудах, принципы патогенетической терапии тромбозов.

7. Гипокоагуляционно-геморрагические состояния, характеристика, виды.

8. Нарушения первичного гемостаза, роль тромбоцитопений и тромбоцитопатий в их возникновении.

9. Нарушения вторичного гемостаза (дефицит прокоагулянтов, преобладание противосвертывающей системы), причины, механизм развития.

10. Синдром диссеминированного внутрисосудистого свертывания крови, этиология, патогенез, стадии, принцип терапии.

Работа №1. Характер нарушения свертывающей системы у кролика с ДВС-синдромом.

Материальное оснащение.

1. Пробирки центрифужные	- 8 шт.
2. Штатив на 5 гнезд	- 4 шт.
3. Пипетки на 0,2 мл	- 9 шт.
4. Пипетки на 1 мл	- 1 шт.
5. Пипетки на 5 мл	- 1 шт.
6. Торсионные весы	- 1 шт.
7. Водяная баня (на 37⁰С)	- 2 шт.
8. Термометр химический	- 2 шт.
9. Фильтровальная бумага (5х5 см)	- 5 шт.
10. Секундомер	- 2 шт.
11. Термостат, установленный на 37⁰С	- 1 шт.
12. 0,277% раствор хлорида кальция	- 20 мл
13. 0,05% раствор хлорида кальция	- 20 мл
14. 5% раствор хлорида кальция	- 20 мл
15. Раствор тромбопластина (навеску в 100 мг растворяют в ступке с 5мл физ. раствора и инкубируют 20 мин при 42-44⁰С. Используют слой жидкости над осадком после отстаивания)	- 2 мл
16. 0,85% раствор хлорида натрия	- 20 мл
17. Плазма крови кролика (до ожоговой травмы)	- 2 мл
18. Плазма крови кролика (после ожоговой травмы)	- 2 мл

Методика проведения опыта.

У кролика, находящегося под легким наркозом (гексенал, 20мг/кг, в/б) из краевой вены берут кровь (в объеме 3 мл) в пробирку, содержащую 3,8% раствора цитрата натрия (в соотношении 9:1). Затем задние лапы животного погружают на 30с в кипящую воду, что ведет к появлению регионарного ожога. Через 30 мин после нанесения ожоговой травмы вновь забирают кровь в пробирку с цитратом натрия (в том же соотношении). После тщательного встряхивания пробирки центрифугируют при 3000 об/мин в течение 10 мин. Плазму отсасывают в сухую центрифужную пробирку, и с помощью унифицированных методов исследования свертывающей системы крови (см. ниже) определяют показатели коагулограммы до и после нанесения ожоговой травмы.

Путем сопоставления полученных результатов (опыт и контроль) у подопытного кролика выясняют стадию развития ДВС-синдрома. В заключении обсуждают возможные механизмы нарушения свертывания крови при ожоговой болезни.

Дата добавления: 2019-07-15; просмотров: 167; Мы поможем в написании вашей работы!

Поделиться с друзьями:

⇐ Предыдущая 123 4 Следующая ⇒

Мы поможем в написании ваших работ!