Важнейшие клинико-лабораторные способы оценки коагулограммы.
Министерство образования Российской Федерации
Ульяновский государственный университет
Институт медицины и экологии
Медицинский факультет
МЕТОДИЧЕСКОЕ ПОСОБИЕ
ПО ПАТОЛОГИЧЕСКОЙ ФИЗИОЛОГИИ
Часть 2.
ЧАСТНАЯ ПАТОФИЗИОЛОГИЯ
Ульяновск
2005
Печатается по решению Ученого совета
Медицинского факультета ИМиЭ
Ульяновского государственного университета
К.м.н., доцент Авакова М.Н., к.б.н. Ксейко Д.А.
Методическое пособие по патологической патофизиологии. Ч.2. Частная патофизиология. – Ульяновск: УлГУ, 2005. – 53с.
В настоящем методическом пособии представлен курс практических занятий по частной патофизиологии. Каждая тема включает целевую установку, теоретические вопросы, которые могут использоваться студентами при подготовке к занятиям, подробное описание методики постановки эксперимента с указанием вида животного, перечня необходимого оборудования и реактивов.
Выполнение представленных работ позволяет привить студентам навыки планирования и постановки экспериментов, приобрести практические навыки, изучить основные механизмы развития типовых нарушений функций органов и систем организма, необходимых в их дальнейшей врачебной деятельности. В практикум включены эксперименты, которые позволяют наиболее полно выявить закономерности, лежащие в основе развития патологии органов и систем организма, что способствует усвоению теоретического курса частной патофизиологии.
|
|
|
Методическое пособие составлено в соответствии с программой по патофизиологии, утвержденной Министерством здравоохранения РФ (2000 г.) и предназначено для студентов высших медицинских учебных заведений (специальности «Лечебное дело», «Стоматология», «Педиатрия»).
Рецензент
Д.м.н., профессор, зав. кафедрой факультетской терапии УлГУ
В.И. Рузов
СОДЕРЖАНИЕ
Занятие 1. Патофизиология кровообращения. Недостаточность сердца….4
Занятие 2. Сердечные аритмии……………………………………………….7
Занятие 3. Сердечные аритмии…………………………………………...…11
Занятие 4. Нарушения кровообращения при расстройстве тонуса со-
судов……………………………………………………………...12
Занятие 5. Патофизиология дыхания……………………………………….13
Занятие 6. Патофизиология желудочно-кишечного тракта……………….15
Занятие 7. Коллоквиум………………………………………………………18
Занятие 8. Патофизиология печени…………………………………………18
Занятие 9. Патофизиология печени (желтухи)…………………………….22
Занятие 10. Патофизиология почек…………………………………………25
|
|
|
Занятие 11. Нарушения системы эритроцитов……………………………..31
Занятие 12. Нарушения системы лейкоцитов………………………………38
Занятие 13. Лейкозы………………………………………………………….41
Занятие 14. Патология системы гемостаза………………………………….42
Занятие 15. Коллоквиум…………………………………………………..…44
Занятие 16. Патофизиология эндокринной системы……………………....44
Занятие 17. Патофизиология нервной системы…………………………….48
ЗАНЯТИЕ №1
Тема. Патофизиология кровообращения. Недостаточность сердца.
Цель занятия. Изучить причины, патогенез, механизмы компенсации и клинические проявления сердечной недостаточности.
Теоретические вопросы.
1. Недостаточность кровообращения, понятие, формы.
2. Основные гемодинамические показатели недостаточности кровообращения.
3. Сердечная недостаточность, виды, стадии.
4. Миокардиальная форма сердечной недостаточности, механизм развития.
5. Некоронарогенные формы повреждения сердца, причины, механизм развития.
6. Механизм нарушения сократительной способности миокарда и способности миокарда к расслаблению.
7. Перегрузочная форма сердечной недостаточности, этиология, патогенез.
8. Пороки клапанов сердца, их виды, нарушения гемодинамики.
|
|
|
9. Механизмы срочной и долговременной адаптации сердца к перегрузкам.
10. Характеристика тоногенной и миогенной дилятации сердца.
11. Гипертрофия миокарда, виды, стадии. Особенности гипертрофированного миокарда, механизмы его декомпенсации.
12. Клинические проявления сердечной недостаточности и механизм их развития.
13. Ишемическая болезнь сердца, ее формы, причины, механизм развития, последствия.
Работа №1. Характеристика работы сердца при сердечной недостаточности от перегрузки.
Материальное оснащение:
1. Система для перфузии сердца - 1 шт.
2. Деревянная дощечка для фиксации лягушки - 2 шт.
3. Булавки - 10 шт.
4. Препаровальная игла - 1 шт.
5. Пинцеты глазные - 1 шт.
6. Шприц на 1 мл - 1 шт.
7. Ножницы глазные - 1 шт.
8. Хирургическая круглая игла - 1 шт.
|
|
|
9. Иглодержатель - 1 шт.
10. Шелковая лигатура - 5 шт.
11. Вата в стакане - 20 г
12. Раствор Рингера - 100 мл
13. Животные: лягушка - 1 шт.
Методика проведения опыта:
Перед началом эксперимента подготавливают перфузионную систему (рис. 1). Она состоит из градуированной трубки (1) и воронки (2), которые сообщаются между собой с помощью резинового шланга (3), имеющего общий вывод (4) для соединения с сердцем через канюлю (5). Воронку заполняют раствором Рингера, а затем открывают верхний зажим (6) для заполнения перфузируемым раствором градуированной трубки по закону сообщающихся сосудов.
Обездвиженную разрушением спинного мозга лягушку закрепляют с помощью булавок на деревянной дощечке брюшком вверх. Иссекают грудину, мягкие ткани, обнажают сердце и вскрывают перикард. Отпрепаровывают дуги аорты, и левую дугу перевязывают. Под луковицу аорты подводят две лигатуры. Аорту с помощью лигатуры приподнимают и в ней ближе к луковице делают косой надрез.
Рис. 1. Схема перфузионной системы.
В разрез вводят кончик канюли, предварительно заполненной раствором Рингера. Во время систолы канюлю продвигают в полость желудочка. При правильной установке канюли в ней появляется струйка крови. На шейке канюли завязывают ранее подведенную под луковицу аорты лигатуру. Канюлю и полость сердца с помощью шприца промывают раствором Рингера. Затем канюлю соединяют с перфузионной системой (не допускать появления пузырьков воздуха!). При открытом верхнем зажиме устанавливают уровень жидкости в градуированной трубке на высоту 5 см (отсчет ведут по градуированной шкале) и открывают нижний зажим.
При сокращении сердца по разнице уровней жидкости в трубке в момент систолы и диастолы определяют величину ударного объема в мл (1 см трубки соответствует 0,01 мл жидкости). После подсчета числа сердечных сокращений в 1 мин определяют работу сердца (А) в г/см по формуле:
А = V • n • Н,
где, V - ударный объем сердца (в мл);
n - число сердечных сокращений в 1 мин;
Н - высота столба жидкости в градуированной трубке (в см).
Работу сердца вычисляют при разных уровнях раствора Рингера в градуированной трубке (10, 15, 20 см и т.д.). Необходимый уровень устанавливают путем поднятия воронки на определенную высоту при открытом верхнем зажиме (для исключения методических артефактов нижний зажим при изменении уровня жидкости в градуированной трубке должен быть закрытым). Полученные результаты заносят в таблицу (Табл. 1).
Исходя из полученных результатов, строят график, где по оси абсцисс откладывают высоту столба жидкости (в см), а по оси ординат - работу сердца (в г/см).
Таблица 1
| Н, см | V, мл | n в I мин | А, г/см | |
| 1. | 10 | |||
| 2. | 15 | |||
| 3. | 20 |
В заключении анализируют изменения работы сердца при возрастающей перфузионной нагрузке. Отмечаются объемы жидкости, при которых развиваются компенсаторные изменения сердечной деятельности и срыв адаптивных реакций.
Работа №2. Рефлекторное изменение функции сердца.
Материальное оснащение:
1. Деревянная дощечка для фиксации лягушки - 1 шт.
2. Булавки - 10 шт.
3. Препаровальная игла - 1 шт.
4. Пинцеты глазные - 2 шт.
5. Ножницы глазные - 1 шт.
6. Выпрямитель постоянного тока на
3В с пластинчатыми электродами - 1 шт.
7. Кимограф с лентой из белой бумаги - 1 шт.
8. Чернила -10 мл.
9. Стеклянный чернильный писчик - 1 шт.
10. Шприц на 2 мл с длинной иглой - 1 шт.
11. Рычажок Энгельмана - 1 шт.
12. Марлевая салфетка 5x5 см (в стакане) - 2 шт.
13. Животные: лягушка - 1 шт.
Методика проведения опыта:
Лягушку обездвиживают разрушением головного мозга. Для этого голову животного, завернутого в марлевую салфетку, пригибают кпереди. В образовавшееся углубление на черепной покрышке вкладывают препаровальную иглу, которую вводят в полость черепа,
Обездвиженную лягушку фиксируют булавками к деревянной дощечке брюшком кверху. Обнажают сердце, которое соединяют с рычажком Энгельмана. Затем вскрывают брюшную полость и извлекают желудок. В исходном состоянии на ленте кимографа записывают сокращения сердца. В последующем с помощью выпрямителя производят раздражение желудка постоянным электрическим током в течение 2-3с. При этом на кимографе регистрируется урежение сердечных сокращений.
В заключении обсуждают возможные механизмы выявленных изменений сердечной деятельности. Делают соответствующие выводы.
Работа №3. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №2
Тема. Сердечные аритмии.
Цель занятия. Изучить характерные электрокардиографические признаки нарушений автоматизма и возбудимости сердца и приобрести навыки анализа типичных электрокардиограмм больных с различными формами сердечных аритмий.
Теоретические вопросы
1. Нарушения ритма сердца, определение понятия, классификация.
2. Электрокардиограмма, определение, анализ ЭКГ.
3. Электрическая ось сердца, понятие, методы определения положения электрической оси сердца, патогенетическое значение.
4. Нарушения автоматизма синоатриального узла (номотопные аритмии), этиология, механизм развития, ЭКГ признаки.
5. Эктопические (гетеротопные) ритмы, этиопатогенетические факторы, ЭКГ признаки.
6. Патология возбудимости. Теории кругового ритма, политопной автоматии и др.
7. Экстрасистолии, виды, причины, механизм развития, ЭКГ признаки.
8. Полная и неполная компенсаторная пауза определение понятия, механизм возникновения.
9. Параксизмальная тахикардия, определение понятия, причины, механизм развития, ЭКГ признаки.
10. Трепетание и мерцание (фибрилляция) предсердий, определение, этиология, механизм развития, ЭКГ признаки.
11. Трепетание и мерцание желудочков, определение понятия, ЭКГ признаки, нарушения гемодинамики.
Работа №1. Способ экспериментального воспроизведения экстрасистол.
Материальное оснащение:
1. Деревянный столик для фиксации
мелких теплокровных животных - 1 шт.
2. Шприц на I мл - 1 шт.
3. Пинцеты глазные - 1 шт.
4. Ножницы глазные - 1 шт.
5. Хирургическая круглая игла - 1 шт.
6. Иглодержатель - 1 шт.
7. Шелковая лигатура - 5 шт.
8. Вата в стакане - 20 г
9. Электрокардиограф - 1 шт.
10. 1%раствор гексенала - 10 мл.
11. Животные: крыса - 1 шт.
Методика проведения опыта:
Крысу наркотизируют 1% раствором гексенала (30 мг/кг, в/б) и закрепляют на деревянном столике брюшком вверх. На конечности накладывают подкожно игольчатые электроды, учитывая соответствующую маркировку проводов.
После стрижки волос производят срединный разрез кожи на шее, обнажают трахею и под нее подводят лигатуру. В исходном состоянии регистрируют электрокардиограмму (в одном из стандартных отведений). Затем с помощью лигатуры перевязывают трахею наглухо, вызывая у крысы асфиксию. В момент закрытия трахеи включают электрокардиограф и осуществляют запись ЭКГ, вплоть до гибели животного.
На ЭКГ определяют характерные признаки нарушения возбудимости миокарда, которые зарисовывают в тетрадях. При этом определяют вид экстрасистол. В заключении обсуждают вероятные механизмы нарушения возбудимости миокарда при его гипоксии.
Работа №2. Характеристика ЭКГ у больных с аритмиями сердца.
Материальное оснащение:
I. Электрокардиограммы в стандартных отведениях:
- с признаками нарушения возбудимости миокарда - 10 шт.
Ход анализа:
Необходимо придерживаться следующего порядка описания электрокардиограмм;
1. Визуальная оценка.
На протяжении всего периода записи выясняют характер изолинии, наличие помех и других методических артефактов; ритмичность появления, последовательность расположения, форму и направление всех комплексов кардиоцикла.
2. Количественная оценка.
Анализируют не менее 3-5 кардиоциклов. При этом вычисляют амплитуду зубцов P, Q, R, S и Т путем сопоставления ее с величиной калибровочного сигнала (1 мВ = 10 мм). Исходя из скорости протяжки ленты на электрокардиографе (25 или 50 мм/с) определяют длительность интервалов Р-Q, Q R S, Q Т, R - R' .
Работа №3. Определение положения электрической оси сердца по схеме Дъеда.
Материальное оснащение:
I. Электрокардиограммы в 3-х
стандартных отведениях - 3 шт.
Ход анализа:
Положение электрической оси сердца определяется величиной угла a. Для его определения вычисляют алгебраическую сумму амплитуды зубцов желудочкового комплекса в 1-ом и 3-ем стандартных отведениях. При этом амплитуда зубцов Q u S - отрицательная (ниже изолинии), а амплитуда зубца R - положительная (выше изолинии). Полученные цифры откладываются на соответствующих шкалах схемы Дъеда (рис. 2). Из найденных точек восстанавливают перпендикуляры.
Точка пересечения этих перпендикуляров соответствует величине угла a.
Для нормального положения электрической оси угол a составляет от +30° до +70°. Формула нормограммы: RII > RI > RIII
При отклонении электрической оси сердца влево угол a равняется от -1° до -90°. Формула левограммы: RI > RII > rIII
При отклонении электрической оси сердца вправо угол a составляет от +90° до +180°. Формула правограммы: RIII > RII > rI
Определите положение электрической оси сердца представленных электрокардиограмм. По полученным данным сделайте соответствующие выводы.
Рис. 2. Схема для определения электри- ческой оси сердца
Работа №4. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №3
Тема. Сердечные аритмии
Цель занятия. Изучить причины, клинические проявления, последствия и характерные электрокардиографические признаки нарушений проводимости сердца.
Теоретические вопросы
1. Блокады сердца, определение, виды. Понятие полной и неполной блокады.
2. Синоатриальная и предсердная блокады, определение понятия, причины, ЭКГ признаки.
3. Атриовентрикулярная блокада, определение понятия. Проксимальная и дистальная атриовентрикулярная блокада.
4. Неполная атриовентрикулярная блокада I степени, ЭКГ признаки.
5. Неполная атриовентрикулярная блокада II степени, характеристика, ЭКГ признаки.
6. Атриовентрикулярная блокада III степени (полная), характеристика, ЭКГ признаки.
7. Синдром Морганьи-Адамса-Стокса, причины, механизм развития, нарушения кровообращения, возможные последствия.
8. Блокада ножек пучка Гиса и волокон Пуркинье, виды, причины, механизм развития, ЭКГ признаки.
Работа №1.Способ воспроизведения атриовентрикулярной блокады в эксперименте.
Материальное оснащение:
1. Деревянный столик для фиксации
мелких теплокровных животных - 1 шт.
2. Шприц на 10 мл - 1 шт.
3. Электрокардиограф - 1 шт.
4. 24% раствор хлорида магния - 20 мл
5. Животные: морская свинка - 1 шт.
Методика проведения опыта:
Свинку фиксируют на деревянном столике в положении на спине. На конечности накладывают подкожно игольчатые электроды электрокардиографа.
В исходном состоянии осуществляют запись ЭКГ в одном из стандартных отведений. Затем животному вводят внутрибрюшинно 5-7 мл раствора хлорида магния и наблюдают за изменениями ЭКГ по мере развития атриовентрикулярного блока. Полученные электрокардиограммы зарисовывают в тетрадях. В заключении обсуждаются возможные причины и механизмы возникновения атриовентрикулярной блокады.
Работа №2. Характеристика ЭКГ у больных с аритмиями сердца.
Материальное оснащение:
Электрокардиограммы в стандартных отведениях:
- с признаками нарушения проводимости миокарда - 10 шт.
Ход анализа:
Необходимо придерживаться следующего порядка описания электрокардиограмм;
1. Визуальная оценка.
На протяжении всего периода записи выясняют характер изолинии, наличие помех и других методических артефактов; ритмичность появления, последовательность расположения, форму и направление всех комплексов кардиоцикла.
2. Количественная оценка.
Анализируют не менее 3-5 кардиоциклов. При этом вычисляют амплитуду зубцов P, Q, R, S и Т путем сопоставления ее с величиной калибровочного сигнала (1 мВ = 10 мм). Исходя из скорости протяжки ленты на электрокардиографе (25 или 50 мм/с) определяют длительность интервалов Р-Q, Q R S, Q Т, R - R' .
После описания и анализа ЭКГ определяют тип нарушения проводниковой системы сердца у больного.
Работа №3 . Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №4
Тема. Нарушения кровообращения при расстройстве тонуса сосудов.
Цель занятия. Изучить причины расстройства тонуса сосудов, этиологию и патогенез, основные проявления и последствия артериальной гипер-и гипотензии.
Теоретические вопросы
1. Артериальные гипертензии, определение, виды.
2. Гипертоническая болезнь, этиология, общий патогенез.
3. Клинические стадии гипертонической болезни. Основные факторы риска развития гипертонической болезни.
4. Осложнения гипертонической болезни.
5. Принципы патогенетической терапии гипертонической болезни.
6. Роль системы ренин-ангиотензин в механизмах подъема артериального давления.
7. Вторичные (симптоматические) артериальные гипертензии, характеристика, виды.
8. Нефрогенные артериальные гипертензии, виды, причины, механизм развития.
9. Эндокринные артериальные гипертензии, виды, причины, механизм развития.
10. Атеросклероз, причины, механизм развития. Роль нарушений липидно-белкового обмена, обмена холестерина, нарушений соотношения липопротеидов различной плотности в механизме развития атеросклероза.
11. Артериальные гипотензии, их виды, причины, механизмы развития, проявления, последствия для организма.
Работа №1. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №5
Тема. Патофизиология дыхания.
Цель занятия. Изучить причины, механизмы развития и проявления дыхательной недостаточности.
Теоретические вопросы
1. Дыхательная недостаточность, определение, классификация (по этиологии, течению, степени компенсации, патогенезу).
2. Нарушения альвеолярной вентиляции, причины, механизм развития.
3. Этиология и патогенез нарушения вентиляции легких по обструктивному и рестриктивному типу. Эмфизема легких, бронхиальная астма, пневмоторакс, пневмония.
4. Функциональная диагностика нарушений вентиляции легких.
5. Причины и механизм развития нарушения легочного кровотока. Изменения вентиляционно-перфузионного показателя, его оценка.
6. Диффузионные формы дыхательной недостаточности, причины, проявления.
7. Нарушения регуляции дыхания (тахи-, бради-, гипер-, гипопноэ, дыхание Куссмауля, апнейстическое и гаспинг-дыхание), причины, механизм развития, проявления.
8. Интермитирующие формы патологического дыхания (периодическое дыхание Чейн-Стокса, Биота), этиология, патогенез.
9. Асфиксия, причины, механизм развития, стадии.
10. Кашель, чихание, причины, механизм возникновения.
12.Одышка, определение, виды, причины и механизм развития.
13.Изменение газового состава крови и кислотно-основного состояния при дыхательной недостаточности в стадиях компенсации и декомпенсации.
Работа №1. Воспроизведение рефлекторного апноэ у морской свинки.
Материальное оснащение.
| 1. Деревянный столик для фиксации мелких теплокровных животных | - 1 шт. |
| 2. Вата в стакане | - 20 г |
| 3. Электрокардиограф | - 1 шт. |
| 4. Раствор аммиака концентрированный | - 10 мл |
| 5. 0,5% раствор новокаина | - 3 мл |
| 6. Животные: морские свинки | - 2 шт. |
Методика проведения опыта
Эксперимент ставят на двух морских свинках. Первую свинку привязывают к деревянному столику брюшком вверх. В исходном состоянии оценивают характер дыхания (частоту - в 1 минуту; глубину - в баллахх), двигательную активность (в баллаххх), а также регистрируют электрокардиограмму. После этого к носу животного подносят вату, смоченную раствором аммиака, и продолжают оценивать указанные выше параметры. После развития общего двигательного возбуждения вату удаляют и опыт продолжают вплоть до восстановления исходного дыхания.
У второй морской свинки слизистую оболочку носовых ходов анестезируют путем закапывания 0,5% раствора новокаина. Через 10 минут опыт повторяют.
Примечание:
х 1 балл – поверхностное дыхание;
2 балла – дыхание средней амплитуды;
3 балла – глубокое дыхание;
хх 1 балл – двигательная активность снижена (животное заторможено);
2 балла – двигательная активность в норме;
3 балла – двигательная активность повышена.
Полученные результаты анализируют. Обращают внимание на характер изменения дыхания при чрезмерном раздражении верхних дыхательных путей. Экскурсию грудной клетки в виде пневмограмм зарисовывают в тетрадях. Расшифровка электрокардиограммы дает дополнительную информацию при выяснении механизмов наблюдаемых явлений.
Работа № 2. Характер изменения внешнего дыхания при экспериментальном повреждении легочной ткани.
Материальное оснащение.
1. Деревянный столик для фиксации
мелких теплокровных животных - 1 шт.
2. Шприц на 1 мл с длинной иглой - 1 шт.
3. Вата в стакане - 20 г
4.1% раствор гексенала - 5 мл
5. Горячая вода (70-80оС) в пробирке - 10 мл
6. Животные: белая крыса - 1 шт.
Методика проведения опыта.
Крысу, находящуюся под гексеналовым наркозом (30 мг/кг, в/б), привязывают к столику брюшком вверх. В исходном состоянии оценивают характер дыхания (подробнее см. в работе 1). Затем шприцем прокалывают грудную клетку по средней аксиллярной линии; в левое легкое вводят 0,5 мл горячей воды.
При описании результатов опыта обращают внимание на характер возникшей одышки. Экскурсию грудной клетки в виде пневмограммы зарисовывают в тетрадях. В заключении выясняют механизмы наблюдаемого нарушения дыхания. По проделанной работе делают соответствующие выводы.
Работа № 3. Воспроизведение терминального дыхания у лягушки.
Материальное оснащение.
1.Фиксирующая дощечка - 1 шт.
2. Пинцеты глазные - 2 шт.
3. Ножницы глазные - 1 шт.
4. Рычажок Энгельмана - 1 шт.
5. Крючок с ниткой - 1 шт.
6. Кимограф с лентой - 1 шт.
7. Животные: лягушка - 1 шт.
Методика проведения опыта.
Лягушку фиксируют к дощечке брюшком вверх. Кожу нижней челюсти при помощи крючка с ниткой соединяют с рычажком Энгельмана. На ленте кимографа регистрируют исходное дыхание в течение 1-2 мин. После этого вскрывают грудную клетку и перерезают все крупные сосуды. Запись дыхания продолжают вплоть до гибели животного. Зарегистрированную пневмограмму зарисовывают в тетрадях. В заключении анализируют проявление периодического дыхания в терминальную стадию кровотечения.
Работа №4. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №6
Тема: Патофизиология желудочно-кишечного тракта.
Цель: Изучить этиологию и патогенез расстройств системы пищеварения. Показать взаимосвязь различных отделов желудочно-кишечного тракта и возможности их компенсации.
Теоретические вопросы.
1. Общая этиология и патогенез расстройств системы пищеварения.
2. Расстройства аппетита и вкусовые нарушения, причины, проявления, последствия для организма.
3. Нарушения слюноотделения и жевания, глотания, функций пищевода, причины, механизм развития, последствия.
4. Нарушения секреторной функции желудка, виды. Типы патологической секреции, причины, нарушения пищеварения при них.
5. Нарушение моторной функции желудка, причины, механизм развития, последствия для организма.
6. Отрыжка, изжога, тошнота, рвота, определение понятия, причины, механизм развития, последствия.
7. Острые и хронические гастриты, причины, механизм развития, последствия для организма.
8. Нарушения полостного и пристеночного пищеварения, процессов всасывания в тонком кишечнике, причины, последствия.
9. Нарушения моторики кишечника. Запоры, поносы, кишечная непроходимость, виды, причины развития, последствия для организма.
10. Микрофлора кишечника и ее роль в патогенезе заболеваний органов пищеварения. Дисбактериозы.
11. Язвенная болезнь желудка и 12-перстной кишки, этиология, патогенез, теории ульцерогенеза, принципы лечения.
12. Острые и хронические панкреатиты, причины, механизм развития, нарушения пищеварения.
13. Последствия удаления различных отделов желудочно-кишечного тракта.
Работа №1. Характеристика секреторной и переваривающей способности желудка при его язве у кролика.
Материальное оснащение:
1. Пробирки центрифужные – 4 шт.
2. Пробирка градуированная – 1 шт.
3. Штатив на 5 гнезд - 2 шт.
4. Пипетки на 1 мл - 3 шт.
5. Пипетка на 5 мл - 1 шт.
6. Термостат, установленный на 38°С - 1 шт.
7. 0,5% спиртовый раствор
диметиламиноазобензола в капельнице - 5 мл
8. 1% спиртовый раствор
фенолфталеина в капельнице - 5 мл
9. 0,1 N раствор едкого натра - 10 мл
10. Кусочки расщепленного фибрина
по 0,4 г - 2 шт.
11. Желудочный сок опытного и
контрольного кроликов (в пробирках) - по 5 порций
Методика проведения опыта.
Эксперимент ставят на двух кроликах, один из которых является контрольным. Подопытному животному в течение 10 - 12 дней ежедневно за 1 ч до еды дают атофан в дозе 0,1-0,2 г на 1 кг массы. Атофан вызывает образование язвы желудка с нарушением секреторного процесса.
В день занятия обоим кроликам, зафиксированным в станке, вводят тонкий резиновый зонд в желудок. Через 0,5 ч после взятия первой (базальной) порции желудочного сока животным вводят подкожно по 0,2 мл 1% раствора гистамина. Последующие порции (всего 5 порций) желудочного сока собирают через каждые 15 мин.
С помощью градуированной пробирки измеряют количество выделившегося желудочного сока. Полученные данные отражают в виде кривых на графике.
В одной из порций желудочного сока (обычно на максимуме секреторной активности желудка) определяют:
1. Общую кислотность, а также свободную и связанную соляную кислоту.
2. Переваривающую способность желудочного сока.
Результаты, полученные в опыте, сопоставляют с контролем. В заключении обсуждают возможные механизмы изменений изучаемых параметров при язве желудка.
Способ определения кислотности желудочного сока.
К 5 мл желудочного сока прибавляют по 1 капле растворов диметиламиноазобензола и фенолфталеина. Смесь титруют раствором едкого натра до появления желто-оранжевой окраски(I уровень), затем до появления лимонно-желтой окраски (II уровень) и продолжают титровать до перехода окраски в стойкий розовый цвет (III уровень).
Количество щелочи, пошедшей на титрование до I уровня, соответствует концентрации свободной соляной кислоты в желудочном соке. Объем щелочи, пошедшей на титрование до уровня, соответствующего среднему арифметическому между II и III уровнями определяет концентрацию всей соляной кислоты (сумма свободной и связанной кислот). Отсюда, концентрация связанной соляной кислоты определяется по разности между концентрациями суммарной и свободной соляной кислоты. При этом количество щелочи, пошедшей на титрование до III уровня, соответствует общей кислотности желудочного сока.
Пример расчета . Уровень I в пипетке - 1,5, уровень II - 2,2, уровень III - 2,8. Отсюда, среднее арифметическое между II и III уровнями составляет 2,5.
Для анализа взято 5 мл желудочного сока. Расчет ведется на 100 мл, поэтому объем щелочи, потраченной на различных этапах титрования, умножают на 20.
1. Свободная соляная кислота: 1,5 х 20 = 30.
2. Сумма свободной и связанной соляной кислоты: 2,5 х 20 = 50.
3. Связанная соляная кислота: 50 - 30 = 20.
4. Общая кислотность: 2,8 х 20 = 56.
5. Кислотный остаток (содержание в желудочном
соке органических кислот и кислых солей
фосфорной кислоты): 56 - 50 = 6.
Способ оценки переваривающей способности желудочного сока.
В две пробирки (опытную и контрольную) наливают по 3 мл желудочного сока, взятого у соответствующего животного.
Затем в пробирки добавляют кусочки фибрина, равные по массе. Пробы инкубируют в термостате при 380С в течение 30 мин. Переваривающую способность желудочного сока определяют по степени уменьшения количества фибрина в проинкубируемой пробе.
Работа №2. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №7
Коллоквиум по темам:
1. Патофизиология кровообращения. Недостаточность сердца.
2. Сердечные аритмии.
3. Нарушения кровообращения при расстройстве тонуса сосудов.
4. Патофизиология дыхания.
5. Патофизиология желудочно-кишечного тракта.
ЗАНЯТИЕ №8
Тема: Патофизиология печени.
Цель: Изучить причины и механизм развития недостаточности печени, формирование симптомов и синдромов при заболеваниях печени.
Теоретические вопросы.
1.Основные функции печени и экспериментальное моделирование их нарушений.
2.Печеночная недостаточность, определение понятия, классификация.
3.Этиология и патогенез печеночной недостаточности.
4.Патогенетические варианты печеночной недостаточности (холестатическая, печеночно-клеточная, смешанная).
5.Синдром печеночно-клеточной недостаточности, причины, проявления, методы диагностики.
6.Нарушения обмена веществ при печеночной недостаточности.
7.Нарушения барьерной и дезинтоксикационной функции печени.
8.Печеночная кома, виды, этиология, патогенез, стадии.
9.Портальная гипертензия, причины, механизм развития, проявления, последствия для организма.
Работа №1. Нарушение синтеза гликогена в печени при экспериментальной четыреххлористой интоксикации.
Материальное оснащение.
| 1. 50%-ный масляный раствор CCl4 | - 5 мл |
| 2. Шприц на 2 мл | - 2 шт. |
| 3. Пинцеты глазные | - 2 шт. |
| 4. Ножницы глазные | - 2 шт. |
| 5. Пробирка градуированная | - 2 шт. |
| 6. Стеклянная палочка | - 2 шт. |
| 7. 3%-ный раствор глюкозы | - 10 мл |
| 8. Раствор Бенедикта | - 15 мл |
| 9.Термостат, установленный на 380С | - 1 шт. |
| 10. Водяная баня | - 1 шт. |
Методика проведения опыта.
Четыре раза с суточным интервалом кролику вводят внутримышечно 50%-ный масляный раствор четыреххлористого углерода из расчета 0,4 мл чистого препарата на 1 кг массы тела, в результате чего развивается дистрофия печени. Берутся 2 кусочка печени здорового и пораженного кролика, растираются в пробирке стеклянной палочкой и заливают 3%-ным раствором глюкозы. Пробирки ставят на 30 минут в термостат.
После чего в каждую пробирку наливают по 5 мл раствора Бенедикта и 8 капель надосадочной жидкости, проба кипятится в течение 5 минут. Изменение концентрации сахара определяют по цвету осадка в пробирке. Полученные результаты обсуждаются и делаются выводы.
Таблица индикаторного определения осадка сахара в растворе
| Зелено-желтое окрашивание | следы глюкозы |
| Бледно-зеленое окрашивание | 0,08 – 0,1% |
| Коричнево-зеленое окрашивание | 0,5% |
| Желтое окрашивание | 1% |
| Красное окрашивание | 2% |
Работа №2. Характеристика общетоксического действия желчи.
Материальное оснащение:
1. Шприц на 5 мл – 1 шт.
2. Препаровальная игла - 1 шт.
3. Цельная желчь (бычья) - 10 мл
4. Животные: лягушка - 1 шт.
Методика проведения опыта:
Лягушке вводят в подкожное лимфатическое пространство 2-3 мл желчи. Через 10-15 мин появляется резкая заторможенность: животное становится не способным перевертываться со спины на живот. При этом оно слабо реагирует на уколы иглой.
Работа №3. Влияние желчи на время рефлекса по Тюрку.
Материальное оснащение.
1. Шприц на 1 мл - 1 шт.
2. Ножницы большие - 1 шт.
3. Штатив с лапкой и крючком - 1 шт.
4. Секундомер - 1 шт.
5. 1% раствор серной кислоты в
стакане - 50 мл
6. Дистиллированная вода в
стакане - 50 мл
7. Цельная желчь (бычья) - 10 мл.
8. Животные: лягушка - 1 шт.
Методика проведения опыта:
Лягушку декапитируют и подвешивают за нижнюю челюсть к штативу. Нижнюю лапку обездвиженного животного погружают в 1% раствор серной кислоты 2-3 раза с интервалом в 5 мин. После каждого погружения конечность обмывают дистиллированной водой.
В исходном состоянии определяют среднее время рефлекса для указанного раздражения. Затем в лимфатическое пространство лягушки вводят 1 мл желчи и через 15 мин опыт повторяют. Результаты, полученные до и после введения лягушке желчи, сопоставляют. При обсуждении экспериментальных данных объясняют механизм изменения скорости проведения раздражающих импульсов по спинальной рефлекторной дуге при действии компонентов желчи.
Работа №4. Влияние желчи на деятельность сердца лягушки.
Материальное оснащение:
1. Деревянная дощечка для фиксации
лягушки - 1 шт.
2. Булавки - 10 шт.
3. Препаровальная игла - 1 шт.
4. Пинцеты глазные - 2 шт.
5. Ножницы глазные - 1 шт.
6. Часовое стекло - 1 шт.
7. Кимограф с лентой из белой
бумаги - 1 шт.
8. Чернила - 10 мл
9. Стеклянный чернильный писчик – 1 шт.
10. Рычажок Энгельмана - 1 шт.
11. Шприц на 2 мл с длинной иглой - 1 шт.
12. 10% раствор желчи на физиологическом растворе - 5 мл
13. 0,5% раствор новокаина - 5 мл
14. 0,65% раствор хлорида натрия - 100 мл
15.Раствор Рингера – 100 мл
16. Животные: лягушки - 2 шт.
Методика проведения опыта.
Две обездвиженных (разрушением спинного мозга) лягушки укрепляют на дощечке булавками брюшком вверх. Затем вскрывают грудную клетку, обнажают сердце, которое соединяют с рычажком Энгельмана для записи сердечных сокращений на ленте кимографа.
У первой лягушки после записи сердечных сокращений на поверхность сердца наносят несколько капель желчи и продолжают регистрацию этого параметра.
У второй лягушки также записывают сокращение сердца в исходном состоянии, а затем на его поверхность наносят 3-5 капель 0,5% раствора новокаина и через 5 мин после нанесения 5-7 капель раствора желчи вновь регистрируют число сердцебиений. После каждой аппликации желчи сердце отмывают физиологическим раствором.
У первой лягушки вырезают сердце, помещают его на часовое стекло с раствором Рингера и подсчитывают число сердечных сокращений в 1 мин. Затем в раствор Рингера добавляют 2-5 капель желчи и продолжают регистрацию сердцебиений.
Полученные результаты сопоставляют. Кривую записи на кимографе сердечных сокращений зарисовывают в тетрадях. В заключении обсуждаются вероятные механизмы изменений функции сердца под действием желчи.
Работа № 5. Влияние желчи на кровь.
Материальное оснащение:
1. Пробирки простые - 2 шт.
2. Пипетка на 1 мл - 1 шт.
3. Штатив на 5 гнезд - 1 шт.
4. Цитратная кровь (кровь смешивают
с 3,8% раствором цитрата натрия в
соотношении 9:1) -2 мл
4. 0,85% раствор хлорида натрия - 100 мл
5. Желчь (цельная) - 5 мл
Методика проведения опыта.
В две пробирки наливают по 0,5 мл цитратной крови, которую смешивают с физиологическим раствором в соотношении 1:4. Одну пробирку оставляют вкачестве контрольной, а в другую - добавляют несколько капель желчи, что ведет к гемолизу эритроцитов ("лаковая" кровь).
В заключении обсуждаются возможные механизмы гемолитического действия компонентов желчи.
ЗАНЯТИЕ №9
Тема. Патофизиология печени (желтухи).
Цель занятия. Изучить причины, механизм развития и клинико- лабораторную диагностику различных видов желтух.
Теоретические вопросы.
1. Нарушение процессов желчеобразования, причины, механизм развития.
2. Основные этапы обмена желчных пигментов в организме.
3. Желтуха, определение понятия, виды.
4. Надпеченочная (гемолитическая) желтуха, этиология, патогенез, характер изменений желчных пигментов.
5. Подпеченочная (механическая) желтуха, причины, механизм развития, характер нарушения обмена желчных пигментов.
6. Понятие синдромов ахолии и холемии, механизм развития, клинические проявления.
7. Печеночная (паренхиматозная) желтуха, причины, механизм развития, характер изменения желчных пигментов.
8. Клинико-лабораторная характеристика желтух.
9. Желтуха новорожденных, виды, причины, особенности развития.
11. Желчекаменная болезнь. Причины и механизм формирования желчных камней.
Работа № 1. Качественное определение билирубина в крови по Ван-ден-Бергу.
Материальное оснащение.
1. Пробирки центрифужные - 4 шт.
2. Штатив на 5 гнезд - 2 шт.
3. Пипетки на 1 мл - 4 шт.
4. Центрифуга лабораторная - 1 шт.
5. Диазореактив Эрлиха (смесь,
состоящая из 100 мл 0,1% раствора
сульфаниловой кислоты и 6,3 мл
0,5% раствора нитрита натрия.
Готовить перед опытом) - 3мл
6. Дистиллированная вода - 5 мл
7. Этиловый спирт (960) - 5 мл
8. Сыворотка крови больного
желтухой - 2 мл
9. Сыворотка крови здорового
человека - 2 мл
Ход анализа:
А. Прямая реакция.
В две центрифужные пробирки (опытную и контрольную) наливают по 0,5 мл исследуемой сыворотки крови. В каждую пробирку прибавляют по 1 мл дистиллированной воды. Содержимое пробирок встряхивают и добавляют диазореактив Эрлиха в количестве 0,25 мл. При наличии прямого билирубина наблюдается розовое окрашивание полученной смеси.
Б. Непрямая реакция.
В центрифужную пробирку наливают 0,5 мл сыворотки, в которой не наблюдается прямой реакции с диазореактивом Эрлиха. Затем прибавляют 1 мл этилового спирта для осаждения белков. Содержимое пробирки хорошо перемешивают и центрифугируют при 3000 об/мин в течение 10 мин. Центрифугат сливают в другую пробирку, куда добавляют 0,25 мл диазореактива. Появление розовой окраски свидетельствует о наличии в сыворотке крови непрямого билирубина. Анализ проводят в опытной иконтрольной пробах.
Работа №2. Количественное определение билирубина в сыворотке крови по Бокальчуку.
Материальное оснащение.
1. Пробирки простые – 10 шт.
2. Штатив на 5 гнезд - 2 шт.
3. Пипетки на 1 мл - 3 шт.
4. 0,85% раствор хлорида натрия - 10 мл
5. Диазореактив Эрлиха - 3 мл
6. Сыворотка крови больного
желтухой - 2 мл
7. Сыворотка крови здорового
человека - 2 мл
Ход анализа.
В пять пробирок (опытные пробы) наливают по 1 мл физиологического раствора. В первую пробирку прибавляют 1 мл сыворотки крови больного желтухой. Затем в каждую последующую пробирку из предыдущей переносят по 1 мл жидкости; из последней пробирки 1 мл жидкости удаляют. В результате получается ряд разведении (1:2; 1:4; 1:8; 1:16; 1:32) сыворотки крови. Далее во все пробирки добавляют по 0,2 мл диазореактива Эрлиха; содержимое их встряхивают. Через 2-3 мин выясняют кратность разведения сыворотки крови, при которой появляется розовое окрашивание раствора.
Аналогичное исследование проводят с сывороткой крови здорового человека.
Схема количественного определения билирубина.
| Компоненты | Номера пробирок | ||||||||
| 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | 6 | Примечание | |||
| Физраствор | 1 мл | 1 мл | 1 мл | 1 мл | 1 мл | 1 мл | |||
| Испытуемая сыворотка | В каждую последующую пробирку, начиная со 2-й, переносится по 1 мл смеси из предыдущей. | Из последней пробирки 1 мл содержимого удаляется | |||||||
| Разведение | 1:2 | 1:4 | 1:8 | 1:16 | 1:32 | 1:64 | |||
| Диазореактив | 0,5 | 0,5 | 0,5 | 0,5 | 0,5 | 0,5 | |||
Концентрацию билирубина в сыворотке (С, мг%) рассчитывают по формуле:
С = A · 0,0156, где
А - степень разведения сыворотки крови;
0,0156 - наименьшее количество билирубина, при
котором диазореакция положительная.
Полученная величина умножается на 100 (коэффициент пересчета на 100 мл сыворотки крови).
Работа №3. Качественное определение билирубина в моче (проба Розена).
Материальное оснащение:
1. Пробирки простые - 2 шт.
2. Пипетка на 2 мл - 1 шт.
3. Пипетка на 5 мл - 1 шт.
4. Штатив на 5 гнезд - 1 шт.
5. 1% спиртовый раствор йода -10 мл
6. Моча больного желтухой - 20 мл
7. Моча здорового человека - 20 мл
Ход анализа:
В пробирку (опытная проба) наливают 5 мл мочи больного желтухой и на нее наслаивают 2 мл 1% спиртового раствора йода. При наличии билирубина в пробе на границе жидкостей появляется зеленое кольцо.
Аналогичное исследование проводят с мочой здорового человека (контрольная проба).
Работа №4. Качественное определение уробилина в моче (проба Богомолова).
Материальное оснащение:
1. Пробирки простые - 4 шт.
2. Штатив на 5 гнезд - 1 шт.
3. Пипетка на 1 мл - 1 шт.
4. Пипетки на 5 мл -2 шт.
5. Пипетка на 10 мл - 1 шт.
6. Воронки стеклянные - 2 шт.
7. Фильтровальная бумага - 5 шт.
8. Насыщенный водный раствор
медного купороса - 10 мл
9. Соляная кислота концентрированная - 5 мл
10. Хлороформ медицинский (очищенный) - 20 мл
11. Моча больного желтухой - 20 мл
12. Моча здорового человека - 20 мл
Ход анализа.
К 10 мл профильтрованной мочи прибавляют 3 мл раствора медного купороса. При помутнении жидкости (образуется гидрат окиси меди) добавляют 2-3 капли концентрированной соляной кислоты до просветления жидкости. Через 5 мин прибавляют 3 мл хлороформа; смесь несколько раз встряхивают.
При наличии уробилина в пробе хлороформ окрашивается в интервале от бледно-розового до кирпично-красного цвета в зависимости от концентрации этого пигмента в исследуемой моче.
Одновременно изучают оба (опытный и контрольный) образца мочи.
Результаты всех проведенных анализов сопоставляют и обобщают. Исходя из полученных данных, определяют тип желтухи у обследованного больного. В заключении обсуждаются вероятные механизмы развития выявленного типа желтухи.
Работа №5. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №10
Тема. Патология почек.
Цель занятия. Изучить причины, механизм нарушения мочеобразования при патологии почек. Научить оценивать функциональное состояние почек по данным лабораторных исследований.
Теоретические вопросы.
1. Расстройства клубочковой фильтрации и секреции, причины, механизм развития.
2. Изменение суточного диуреза (поли-, олиго-, анурия ) , этиология и патогенез.
3. Изменения относительной плотности мочи (гипо-, гипер-, изостенурия), причины, механизм развития.
4. Оценка способности почек разводить и концентрировать мочу.
5. Протеинурия, гематурия, лейкоцитурия, цилиндрурия (другие патологические составные части мочи), их виды, причины, диагностическое значение.
6. Значение клиренса для оценки фильтрационной и экскреторной функции почек.
7. Экстраренальные симптомы и синдромы при заболеваниях почек (азотемия, анемия, артериальная гипертензия, отеки), механизм их развития.
8. Гломерулонефриты, этиология, патогенез, клинические проявления.
9. Нефротический синдром, виды, патогенез.
10. Почечно-каменная болезнь, этиология, патогенез, клинические проявления.
Работа №1. Определение концентрационной и очистительной способности почек при нефрозо-нефрите у собаки.
Материальное оснащение:
1. Пробирки центрифужные - 4 шт.
2. Штатив на 5 гнезд - 2 шт.
3. Пипетки на 1 мл - 6 шт.
4. Центрифуга лабораторная - 1 шт.
5. 10% раствор трихлоруксусной
кислоты - 10 мл
6. Раствор крахмала в капельнице - 3 мл
7. N/200 раствор йода - 20 мл
8. N/2000 раствор йода - 20 мл
9. Плазма крови (до и после введения
гипосульфита) собаки с нефрозо-
нефритом - по 2 мл
12. Моча (до и после введения гипо
сульфита) собаки с нефрозо-
нефритом - по 10 мл
11. Плазма крови (до и после введения
гипосульфита) здоровой собаки - по 2 мл
13. Моча (до и после введения гипо
сульфита) здоровой собаки - по 10 мл
Методика проведения опыта:
Нефрозо-нефрит у собаки воспроизводится путем введения почечного антигена со стимулятором Фрейнда.
У испытуемых собак (опытной и контрольной) натощак из ушной вены берут 5 мл крови в пробирку с 0,5 мл раствора цитрата натрия; пробы тщательно перемешивают. Одновременно с помощью катетера, вставленного в мочевой пузырь, извлекают первую порцию мочи в количестве 10 мл. В последующем вводят внутривенно 50% раствор гипосульфита из расчета 500 мг на 1 кг массы животного. Через 30 мин после введения вновь берут кровь и мочу. Стабилизированную кровь центрифугируют при 3000 об/мин в течение 10 мин. Плазму отсасывают в центрифужную пробирку. Во всех взятых биологических жидкостях определяют концентрацию гипосульфита иодометрическим методом.
Концентрационный показатель (КП) вычисляют по следующей формуле:
КП = (М2 – М1) / (К2 – К1) · 50, где
K1 и M1 - количество йода, пошедшего на титрование первой порции крови и мочи, соответственно (в мл);
К2 и М2 - количество йода, пошедшего на титрование второй порции крови и мочи, соответственно (в мл);
50 - постоянный коэффициент.
Показатель очищения - клиренс (С) вычисляют по формуле:
С = КП · Д, где
КП – концентрационный показатель;
Д – диурез за 1 мин (в мл).
Способ определения гипосульфита в биологичесих жидкостях.
К 1 мл плазмы крови прибавляют 1 мл 10% раствора трихлоруксусной кислоты; содержимое пробирок тщательно перемешивают. Через 5 мин полученную смесь центрифугируют при 3000 об/мин в течение 10 мин. Затем к 1 мл надосадочной жидкости (соответственно 0,5мл цельной плазмы) добавляют 1-2 капли крахмала и титруют в колбе N/2000 раствором йода до голубого окрашивания.
В пробирку берут 0,1мл мочи и прибавляют 1-2 капли крахмала. Жидкость титруют N/200 раствором йода до голубого окрашивания.
Количество йода, пошедшего на титрование гипосульфита в исследуемых биологических жидкостях, учитывается при подсчете концентрационного показателя и клиренса.
Полученные результаты заносят в таблицу (табл.1).
Таблица 1
| Исследуемый материал | Количество йода, пошедшего на титрование, мл | |
| Контроль | Опыт | |
| Первая проба | ||
| Кровь | ||
| Моча | ||
| Вторая проба | ||
| Кровь | ||
| Моча | ||
В заключении обсуждают вероятные причины изменений изучаемых показателей выделительной функции почек при экспериментальном нефрозо-нефрите. Делают соответствующие выводы.
Работа №2. Микроскопическое исследование осадка мочи.
Материальное оснащение.
| 1. Пробирки центрифужные | - 2 шт. |
| 2. Штатив на 5 гнезд | - 1 шт. |
| 3. Пипетка на 5 мл | - 1 шт. |
| 4. Пипетка пастеровская | - 1 шт. |
| 5. Тонкие стеклянные палочки | - 2 шт. |
| 6. Предметные стекла | - 10 шт. |
| 7. Покровные стекла | - 10 шт. |
| 8. Центрифуга лабораторная | - 1 шт. |
| 9. Микроскоп | - 1 шт. |
| 10. Суточная моча больного с острым гломерулонефритом (в стакане) | - 20 мл |
| 11. Суточная моча здорового человека (в стакане) | - 20 мл |
Ход анализа.
5 мл суточной мочи больного наливают в центрифужную пробирку после тщательного перемешивания. Мочу центрифугируют при 3000 об/мин в течение 10 мин.
Быстрым наклоном пробирки сливают прозрачный верхний слой, а оставшийся осадок переносят пастеровской пипеткой на середину предметного стекла и покрывают покровным. При этом надо стремиться перенести осадок с минимальным количеством жидкости, чтобы она не выходила за пределы покровного стекла.
Аналогичным способом обрабатывают мочу здорового человека.
Нативный препарат вначале (для общего обзора) изучают под малым увеличением (окуляр – 7х, объектив – 8х), а затем (для более детального изучения) - при большом увеличении (окуляр – 7х, объектив – 40х) микроскопа при опущенном конденсоре.
Элементы организованного и неорганизованного осадков мочи по возможности идентифицируют, а также зарисовывают в тетрадях.
Работа №3. Определение кровяного пигмента в моче.
Материальное оснащение.
| 1. Пробирки химические | - 7 шт. |
| 2. Уксусно-эфирная вытяжка (20 мл ледяной уксусной кислоты + 40-50 мл эфира) | - 70 мл |
| 3. Спиртовой раствор амидопирина (0,5г амидопирина + 10мл 96% спирта) | - 10 мл |
| 4. 3% перекись водорода (3 части свежего пергидроля + 27 частей дистиллированной воды), раствор готовят непосредственно перед использованием | - 15 мл |
Ход анализа.
В пробирку помещают 2-3мл уксусно-эфирной вытяжки, прибавляют 8-10 капель 5% спиртового раствора амидопирина и 8-10 капель 3% перекиси водорода. При наличии кровяного пигмента образуется фиолетовое окрашивание
Работа №4. Качественное определение белка в моче.
Материальное оснащение:
1. Пробирки простые - 2 шт.
2. Штатив на 5 гнезд - 1 шт.
3. Пипетки на 2 мл - 2 шт.
4. 20% раствор сульфосалициловой
кислоты (в капельнице) - 10 мл
5. Суточная профильтрованная моча
больного с острым гломеруло-
нефритом (в стакане) - 20 мл
6. Суточная профильтрованная моча
здорового человека (в стакане) - 20 мл
Ход анализа:
В пробирку наливают 2 мл мочи больного (опытная проба), куда прибавляют 3-5 капель 20% раствора сульфосалициловой кислоты.
Аналогичным способом обрабатывают мочу здорового человека (контрольная проба).
На темном фоне опытную пробу сравнивают с контрольной. Помутнение жидкости указывает на наличие белка в моче.
Работа № 5. Количественное определение белка в моче.
Материальное оснащение:
1. Пробирки простые - 10 шт.
2. Штатив на 5 гнезд - 2 шт.
3. Пипетки на 1 мл - 2 шт.
4. 20% раствор сульфосалициловой
кислоты (в капельнице) - 10 мл
5. Дистиллированная вода - 10 мл
6. Суточная профильтрованная моча
больного с острым гломеруло-
нефритом (в стакане) - 20 мл
7. Суточная профильтрованная моча
здорового человека (в стакане) - 20 мл
Ход анализа:
В пять пробирок наливают по 0,5 мл дистиллированной воды. В первую пробирку прибавляют 0,5 мл мочи больного (опытная проба). Затем в каждую последующую пробирку из предыдущей переносят по 0,5 мл разведенной мочи; из последней пробирки 0,5 мл жидкости удаляют. Таким образом получается ряд разведении (1:2; 1:4; 1:8; 1:16; 1:32) мочи. Далее во все пробирки добавляют по 2-3капли 20% раствора сульфосалициловой кислоты (под влиянием этой кислоты лабильные белки выпадают в осадок и жидкость в пробирке мутнеет). После встряхивания проб выясняют кратность разведения мочи, при которой появляется помутнение жидкости.
Аналогичное исследование проводят с мочой здорового человека (контрольная проба).
Концентрацию белка в моче ( С, %) вычисляют поформуле:
С = А · 0,0015, где
А - степень разведения мочи;
0,0015 - постоянный коэффициент.
Работа №6. Изменение диуреза при сулемовом отравлении.
Материальное оснащение.
| 1. Универсальный штатив | - 1 шт. |
| 2. Штатив для пробирок на 5 гнезд | - 1 шт. |
| 3. Пробирки лабораторные | - 4 шт. |
| 4. Нембутал 1%-ный | - 2 мл |
| 5. Шприц на 1 мл | - 2 шт. |
| 6. Сулема 1%-ная | - 1 мл |
| 7. Физиологический раствор (0,85% NaCl) | - 5 мл |
| 8. Пинцет анатомический | - 1 шт. |
| 9. Ножницы глазные | - 1 шт. |
| 10. Скальпель глазной | - 1 шт. |
| 11. Воронки для животных | - 2 шт. |
| 12. Воронки для пробирок | - 2 шт. |
| 13. Бумага фильтровальная | |
| 14. Салфетки марлевые | |
| 15. Тампоны ватные | |
| 16. Животные: белые мыши | - 2 шт. |
Методика проведения опыта.
Двум белым мышам одинаковой массы подкожно вводят по 1 мл физиологического раствора хлористого натрия. Одной из них за один день до опыта вводят 0,05 мл 1% раствора сулемы. Обеих мышей сажают в воронки, вставленные в градуированные пробирки для сбора мочи, на 1,5-2 часа. Через каждые 30 минут регистрируют количество выделившейся мочи. По окончании опыта обеих мышей усыпляют нембуталом (0,5 мл 1%-ного раствора внутрибрюшинно), вскрывают и производят осмотр почек, обращая внимание на их размеры, цвет, консистенцию. Результаты измерения вносятся в таблицу.
Измерение диуреза после “водной нагрузки”.
|
Объект исследования | Время (мин) | ||
| 30 | 60 | 90 | |
| Диурез (мл) | |||
| Мышь контрольная Мышь опытная | |||
Работа №7. Изменение диуреза при накоплении в крови азотистых шлаков.
Материальное оснащение.
| 1. Универсальный штатив | - 1 шт. |
| 2. Штатив для пробирок на 5 гнезд | - 1 шт. |
| 3. Пробирки лабораторные 4. Мочевина 2%-ная | - 4 шт. - 2 мл |
| 4. Шприц на 1 мл | - 2 шт. |
| 7. Физиологический раствор (0,85% NaCl) | - 5 мл |
| 11. Воронки для животных | - 2 шт. |
| 12. Воронки для пробирок | - 2 шт. |
| 13. Бумага фильтровальная | |
| 14. Салфетки марлевые | |
| 15. Тампоны ватные | |
| 16. Животные: белые мыши | - 2 шт. |
Методика проведения опыта.
Одной белой мыши в начале занятия подкожно вводят 1 мл 2% раствора мочевины, другой – такое же количество физиологического раствора хлористого натрия, после чего животных помещают в прикрытые сеткой воронки, вставленные в градуированные пробирки для сбора мочи, на 1,5-2 часа и через каждые 30 минут отмечают диурез.
Результаты заносят в таблицу.
Изменение диуреза после введения мочевины.
|
Объект исследования | Время (мин) | ||
| 30 | 60 | 90 | |
| Диурез (мл) | |||
| Мышь контрольная Мышь опытная | |||
Работа №8. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №11
Тема. Нарушения системы эритроцитов.
Цель занятия. Изучить причины, механизм развития, гематологические показатели и клинические проявления различных видов анемий.
Теоретические вопросы:
1. Эритроцитозы, определение понятия, виды, клинические проявления.
2. Характеристика абсолютных и относительных, наследственных и приобретенных эритроцитозов, их этиология и патогенез.
3. Анемии, определение, принципы классификации ( по этиологии, патогенезу, типу кроветворения, цветовому показателю, регенераторной способности костного мозга, размеру и форме эритроцитов).
4. Острая постгеморрагическая анемия, этиология, патогенез, стадии, гематологические проявления.
5. Гемолитическая анемия, причины, механизмы развития, гематологические проявления.
6. Железодефицитная анемия, причины, механизмы развития, гематологические проявления.
7. В-12-(фолиево)-дефицитная анемия, причины, механизмы развития, гематологические проявления.
8. Гипо- и апластические анемии, причины, механизмы развития, гематологические проявления.
9. Клинические проявления и компенсаторно-приспособительные механизмы при анемиях.
10. Принципы диагностики и лечения анемий.
11. Осмотическая резистентность эритроцитов, определение понятия, виды.
12. Причины и механизм нарушения осмотической резистентности и скорости оседания эритроцитов, их диагностическое значение.
Работа №1. Характеристика показателей красной крови при экспериментальной гемолитической анемии.
Материальное оснащение:
| 1.Пробирки простые | - 5 шт. |
| 2. Штатив на 5 гнезд | - 2 шт. |
| 3. Пипетки на 0,02мл | - 4 шт. |
| 4. Пипетки на 5мл | - 4 шт. |
| 5. Иглы от шприца для прокола вены | - 2 шт. |
| 6. Стеклянная палочка в стакане | - 2 шт. |
| 7. Стакан с ватой | - 2 шт. |
| 8. Обезжиренные предметные стекла | - 4 шт. |
| 9. Стекло со шлифованными гранями | - 2 шт. |
| 10. Ванночка для окраски мазков со стеклянными рельсами | - 2 шт. |
| 11. Полоски фильтровальной бумаги | - 20 шт. |
| 12. Чашки Петри, выстланные влажной фильтровальной бумагой | - 2 шт. |
| 13. Счетная камера и шлифованное покровное стекло к ней | - 2 шт. |
| 14. Микроскопы | - 4 шт. |
| 15. Фотоэлектроколориметр | - 1 шт. |
| 16. Этиловый спирт (960) | - 20 мл |
| 17. Трансформирующий раствор (ацетонциангидрин – 0,5мг; калий железосинеродистый – 0,2г; натрия гидрокарбонат – 1г; дистиллированная вода – до 1л) | - 20 мл - 20 мл |
| 18. Калибровочный раствор гемиглобинцианида (61,23 мг/100 мл) | - 10 мл |
| 19. 1% раствор хлорида натрия | - 20 мл |
| 20. Смесь Никифорова (960 этиловый спирт и этиловый эфир в соотношен 1:1) | - 100 мл |
| 21. Насыщенный раствор бриллианткрезолбладу в абсолютном спирте (краска – 1,2г; абсолютный спирт – до 100 мл) | - 10 мл |
| 22. Животные: кролик с гемолитической анемией | 1 шт. |
Методика проведения опыта.
Гемолитическая анемия у кролика воспроизводится путем подкожного введения 1% раствора фенилгидразина солянокислого (5мг/кг) трехкратно в течение 6 дней (с двухдневным интервалом).
В день занятия из краевой вены кролика (после прокола) набирают 0,02 мл крови в пробирку с заранее налитым трансформирующим раствором в количестве 5 мл, при этом кровь разводится в 251 раз. Содержимое пробирки тщательно перемешивают, оставляют стоять на 10 мин, а затем фотометрируют на фотоэлектроколориметре при длине волны 560нм (зеленый светофильтр) в кювете с толщиной слоя 1 см против холостой пробы (трансформирующий раствор).
При тех же условиях обрабатывают и измеряют стандартный раствор с концентрацией гемоглобинцианида – 61,23 мг/100мл, что соответствует количеству гемоглобина в крови, равному 15,4 г/100мл при разведении ее в 251 раз.
Концентрация гемоглобина в крови (Гб, г%) вычисляется по формуле:
Гб = (Еоп/Ест) · С · К · 0,001, где
Еоп – экстинция опытной пробы;
Ест – экстинция стандартного раствора;
С – концентрация гемиглобинцианида в стандартном растворе, мг%;
К – кратность разведения крови;
0,001 – коэффециент для пересчета мг/100 в г/100мл.
Одновременно берут 0,02мл крови в пробирку, в которую предварительно наливают 4 мл 1% раствора хлорида натрия (кровь разводится в 200 раз). Содержимое пробирки перемешивают и оставляют стоять до момента счета.
Счетную камеру подготавливают следующим образом. Камеру с сеткой и покровное стекло насухо протирают. Затем покровное стекло прижимают к камере с такой силой, чтобы по краям его появились радужные полосы.
Перед заполнением счетной камеры разведенной кровью содержимое пробирки встряхивают. Затем стеклянной палочкой отбирают каплю разведенной крови и подносят ее к краю покровного стекла, следя за тем, чтобы она равномерно заполнила всю поверхность камеры с сеткой.
Эритроциты подсчитывают под малым увеличением (окуляр-7х, объектив-8х) в 5 больших (80 малых) квадратах сетки Горяева и вычисляют по формуле:
Эр=(А · С · 4000)/В, где
Эр - искомое число эритроцитов;
А – сумма клеток, подсчитанных в малых квадратах сетки;
В – количество сосчитанных малых квадратов (80);
С – разведение крови (в 200 раз)
4000 – множитель, приравнивающий объем малого квадрата (1/4000 мм3) к 1 мм3.
Для характеристики степени насыщаемости гемоглобином отдельного эритроцита определяют так называемый цветовой показатель (ЦП) по следующей формуле:
ЦП=(Гб · 3)/Эр, где
Гб – концентрация гемоглобина (в г%);
Эр – первые две цифры (сотни тысяч) эритроцитов;
3 – постоянный коэффициент.
Параллельно оценивают количество ретикулоцитов в крови. Для этого на предварительно окрашенное краской (бриллиант-крезолблау) предметное стекло помещают каплю исследуемой крови и делают мазок обычным способом. Препарат помещают во влажную камеру на 8-10 минут, затем высушивают его и рассматривают под иммерсионной системой микроскопа (окуляр-15х, объектив – 90х).
Подсчитывают 1000 эритроцитов и определяют среди них процентное содержание ретикулоцитов (ретикулоциты отличаются от окрашенных в зеленый цвет эритроцитов наличием в цитоплазме синих зерен или сетки). Для облегчения подсчета эритроцитов из бумаги вырезают кружок, соответствующий диаметру окуляра микроскопа. В центре кружка проделывают небольшое четырехстороннее отверстие и вставляют в оптическую систему окуляра.
Работа №2. Изучение показателей красной крови при экспериментальной постгеморрагической анемии.
Материальное оснащение:
1.Животные: кролик с постгеморрагической анемией - 1 шт.
Остальное см. в работе №1.
Методика проведения опыта:
У кролика за 2 дня до занятия выпускают 40-50% крови, вследствие чего развивается острая постгеморрагическая анемия.
В день занятий в крови, взятой из краевой вены, определяют концентрацию гемоглобина, подсчитывают число эритроцитов и ретикулоцитов, вычисляют цветовой показатель (способы оценки указанных параметров крови см. в работе №1).
Результаты, полученные в работах 1 и 2, сопоставляют и анализируют. В заключении обсуждают механизмы развития постгеморрагической и гемолитической анемий.
Работа №3. Характеристика клеточного состава крови больных с различными видами анемий.
Материальное оснащение.
1.Мазки крови больных:
с постгеморрагической анемией - 2 шт.
с гемолитической анемией - 2 шт.
с В12 – дефицитной анемией - 2 шт.
2.Микроскоп - 1 шт.
3.Иммерсионное масло в масленке - 10 мл.
Ход анализа.
Под иммерсионной системой микроскопа (окуляр – 15х, объектив – 90х) изучают готовые мазки крови больных с указанными анемиями. Обращают внимание на патологические формы эритроцитов (анизо-, пойкилоцитоз; мегалобластический тип гемопоэза и др.). Обнаруженные в мазках крови измененные эритроциты зарисовывают в тетрадях. Делают выводы по проделанной работе.
Работа № 4. Оценка осмотической резистентности эритроцитов при постгеморрагической и гемолитической анемиях у кроликов.
Материальное оснащение:
1.Пробирки простые - 27 шт.
2.Штативы на 10 гнезд - 3 шт.
3.Пипетки на 1 мл. - 3 шт.
4.Пипетки на 2 мл. - 6 шт.
5.Игла от шприца для прокола вены - 3 шт.
6.Центрифуга лабораторная - 1 шт.
7.1% раствор хлорида натрия - 50 мл.
8.Дистиллированная вода - 50 мл.
9.Гепарин - 1 мл.
10. Животные: кролик с постгеморрагической
анемией - 1 шт.
кролик с гемолитической анемией - 1 шт.
кролик контрольный - 1 шт.
Методика проведения опыта.
Способы моделирования постгеморрагической и гемолитической анемий см. в работах 1 и 2.
В день занятия из краевой вены кролика после прокола иглой берут 2-3 мл крови с двумя каплями гепарина. Содержимое пробирки сразу же перемешивают для предотвращения образования сгустков крови и центрифугируют 10 минут при 2000 об/мин. Для анализа используют эритроцитарную массу.
Из 1 % раствора хлорида натрия готовят ряд разведений (табл.1).
Таблица 1
| № пробирок | 1 | 2 | 3 | 4 | 5 | 6 | 7 | 8 | 9 |
| 1% р-р NaCI, в мл. | 1,8 | 1,6 | 1,4 | 1,2 | 1,0 | 0,9 | 0,8 | 0,6 | 0,5 |
| Дист. вода, в мл. | 0,2 | 0,4 | 0,6 | 0,8 | 1,0 | 1,1 | 1,2 | 1,4 | 1,5 |
| Конц. р-ра NaCI,в% | 0,9 | 0,8 | 0,7 | 0,6 | 0,5 | 0,45 | 0,4 | 0,3 | 0,25 |
| Взвесь эритроцитов | П о д в е к а п л и | ||||||||
| Результаты | |||||||||
Максимальная осмотическая резистентность эритроцитов определяется в той первой пробирке, в которой наблюдается полный гемолиз. Минимальная осмотическая резистентность эритроцитов регистрируется после центрифугирования пробирки ( при 1000 об/мин. в течение 5 минут), содержащей супернатант со следами гемолиза ( розовый оттенок надосадочной жидкости).
В норме:
минимальная осмотическая резистентность эритроцитов – 0,46- 0,48% раствор хлорида натрия;
максимальная осмотическая резистентность эритроцитов – 0,28 -0,32 % раствор хлорида натрия.
В данной работе исследуют кровь опытных и контрольного кроликов. Полученные результаты сопоставляют и анализируют.
В заключении обсуждают возможные механизмы нарушения физико-химических свойств эритроцитов при изученных анемиях.
Работа № 5. Характеристика скорости оседания эритроцитов при развитии острого воспалительного процесса.
Материальное оснащение.
1.Капилляр Панченкова - 5 шт.
2.Штатив Панченкова - 1 шт.
3.Лезвие для безопасной бритвы - 1 шт.
4.Часовое стекло - 1 шт.
5.Стеклянная палочка в стакане - 1 шт.
6.Стакан с ватой - 1 шт.
7.5% раствор трехзамещенного цитрата натрия - 10 мл.
8.Этиловый спирт (960) - 10 мл.
9.Животные: крысы с воспалительной реакцией - 2 шт.
крыса интактная - 1 шт.
Методика проведения опыта.
Эксперимент ставят на двух крысах. За двое суток до занятия одной из них вводят в брюшную полость 7- 8 мл стерильного мясопептонного бульона, а другой - подкожно 0,5 мл скипидара. В обоих случаях развивается регионарное асептическое воспаление.
На занятии у опытной и контрольной (интактной) крыс определяют скорость оседания эритроцитов. Для этого капилляр Панченкова промывают раствором цитрата натрия. Затем цитрат натрия набирают до метки “P” (¼ полного объема капилляра) и вдувают его на часовое стекло.
После надреза боковой поверхности корня хвоста животного в капилляр Панченкова набирают кровь до метки “K” (полный объем капилляра). Кровь переносят на часовое стекло и тщательно перемешивают его с цитратом стеклянной палочкой. В результате получается разведение крови в цитрате в соотношении 4:1. Затем цитратную кровь набирают в капилляр до метки “K” и ставят в штатив Панченкова. Через 1 час регистрируют СОЭ по высоте отстоявшегося слоя плазмы в мм (мм/ч).
Результаты опытов сопоставляют с контролем. В заключении обсуждают вероятные механизмы изменения СОЭ при воспалительной реакции.
Работа №6. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №12
Тема. Нарушение системы лейкоцитов.
Цель занятия. Изучить причины и механизм развития лейкоцитозов и лейкопений. Научить оценивать по анализу крови характер нарушений в системе лейкоцитов.
Теоретические вопросы:
1. Лейкоцитозы, определение. Понятие физиологических и патологических лейкоцитозов.
2. Классификация лейкоцитозов по характеру изменения лейкоцитарной формулы.
3. Типы ядерного сдвига гранулоцитов при патологии белой крови, его диагностическое значение.
4. Основные этиологические факторы развития лейкоцитозов.
5. Лейкопении, определение, виды, причины развития, последствия для организма.
6. Агранулоцитозы, причины, механизм развития, проявления.
7. Лейкемоидные реакции, виды, этиология, патогенез, изменения кроветворения.
8. Отличие лейкемоидных реакций от лейкозов.
Работа №1. Качественная и количественная характеристика лейкоцитов при воспалительной реакции и токсическом поражении костного мозга.
Материальное оснащение.
| 1. Пробирки простые 2. Штатив на 5 гнезд | - 2 шт. - 2 шт. |
| 3. Пипетки на 1 мл | - 3 шт. |
| 4. Стеклянная палочка в стакане | - 1 шт. |
| 5. Стакан с марлевыми тампонами | - 1шт. |
| 6. Лезвие для безопасной бритвы | - 1 шт. |
| 7. Счетная камера и шлифованное покровное стекло к ней | - 1 шт. |
| 8. Обезжиренные предметные стекла | - 2 шт. |
| 9. Стекло со шлифованными гранями | - 1 шт. |
| 10. Ванночка для окраски мазков со стеклянными рельсами | - 1 шт. |
| 11. 11-клавишный счетчик для подсчета лейкоцитарной формулы | - 1 шт. |
| 12. Микроскоп | - 1 шт. |
| 13. Реактив Тюрка (3% раствор уксусной кислоты, подкрашенный несколькими каплями раствора метиленового синего) | - 10 мл |
| 14. Этиловый спирт (960) | - 10 мл |
| 15. Смесь Никифорова | - 100 мл |
| 16. Краска Романовского-Гимза (1мл краски на 9 мл дистиллированной воды) | - 10 мл |
| 17. Иммерсионное масло в масленке | - 10 мл |
| 18. Животные: крыса с воспалительной реакцией крыса с токсическам поражением костного мозга крыса интактная | - 1 шт. - 1 шт. - 1 шт. |
Методика проведения опыта:
Для воспроизведения воспалительной реакции крысе за двое суток до занятия вводят подкожно 0,5мл скипидара. Токсическое поражение костного мозга вызывают путем ежедневного (в течение 5-7 дней) подкожного введения бензола в дозе 0,1 мл на 100 г массы животного.
В день занятия у опытных и контрольной (интактной) крыс определяют количество лейкоцитов в 1 мкл крови и подсчитывают лейкоцитарную формулу.
Для определения числа лейкоцитов берут 0,02 мл крови в пробирку с заранее налитым реактивом Тюрка в количестве 0,4 мл (уксусная кислота лизирует эритроциты, а метиленовый синий окрашивает ядра лейкоцитов). При этом кровь разводят в 20 раз. Пробирку тщательно встряхивают, и стеклянной палочкой каплю разведенной крови вносят в счетную камеру.
Лейкоциты подсчитывают в 100 больших квадратах сетки Горяева под малым увеличением (окуляр – 7х, объектив – 8х) микроскопа. Число лейкоцитов (Л) вычисляют по формуле:
Л = (А · С · 250)/В, где
А – сумма клеток, подсчитанных в больших квадратах сетки;
В – количество сосчитанных больших квадратов (100);
С – разведение крови (в 20 раз);
250 – множитель, приравнивающий объем большого квадрата (1/250 мм3) к 1 мм3.
Лейкоцитарную формулу подсчитывают в окрашенных мазках крови. Для этого мазок крови, приготовленный обычным способом, высушивают на воздухе, маскируют простым карандашом и фиксируют в смеси Никифирова в течение 5 мин. Затем препарат окрашивают краской Романовского-Гимза в течение 20-25 мин. Окрашенный мазок крови опаласкивают водопроводной водой и высушивают.
Под иммерсионной системой микроскопа (окуляр – 15х, объектив 90х) дифференцируют на менее 100 лейкоцитов. Лейкоциты подсчитывают с помощью 11-клавишного счетчика, придерживаясь следующего правила: отступив 2-3 поля зрения от края мазка, затем 3-5 полей зрения вдоль края мазка, затем 3-5 полей зрения под прямым углом по направлению к середине мазка, вновь 3-5 полей зрения параллельно краю, затем под прямым углом по направлению к краю и т.д. Таким образом, предметное стекло двигают зигзагообразно. Подсчитав около половины числа лейкоцитов на одной стороне мазка, меняют положение стекла и другую половину клеток подсчитывают на противоположной стороне.
При изучении лейкоцитарной формулы необходимо дифференцировать неразрушенные лейкоциты. Обращают внимание на форму и размеры клетки, характер окраски цитоплазмы и ядра и т.д.
Полученные результаты у подопытных крыс сопоставляют с контролем. В заключении обсуждают механизмы изменений числа и состава лейкоцитов при изученной патологии.
Работа №2. Характер изменений лейкоцитарной формулы при лейкоцитозах.
Материальное оснащение.
| 1. Мазки крови больных: с лейкоцитозом с лейкопенией | - 5 шт. - 5 шт. |
| 2. 11-клавишный счетчик для подсчета лейкоцитарной формулы | - 1 шт. |
| 3. Стеклянная палочка в стакане | - 1 шт. |
| 4. Стакан с марлевыми тампонами | - 1 шт. |
| 5. Микроскоп | - 1 шт. |
| 6. Иммерсионное масло в масленке | - 10 мл |
Ход анализа.
Под иммерсионной системой микроскопа (окуляр – 15х, объектив – 90х) изучают по общепринятой методике (подробнее см. в работе 1) окрашенные мазки крови больных лейкоцитозом и лейкопенией. Обращают внимание на наличие в крови незрелых форм лейкоцитов (миелоцитов, метамиелоцитов и палочкоядерных нейтрофилов), патологически измененных (вакуоли, токсическая зернистость в цитоплазме; пикноз, набухание или гиперсегментация ядра и др.) и разрушенных клеток. Одновременно оценивают состояние красной крови.
Обнаруженные незрелые и патологически измененные лейкоциты зарисовывают в тетрадях. По результатам гематологических исследований делают соответствующее заключение и выводы.
Работа №3. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №13
Тема. Лейкозы.
Цель занятия. Изучить особенности кроветворения и клеточный состав крови при острых и хронических лейкозах.
Теоретические вопросы.
1. Лейкозы, определение, принципы классификации.
2. Этиология и патогенез лейкозов.
3. Особенности кроветворения и клеточного состава крови при хронических лейкозах.
4. Особенности кроветворения и клеточного состава крови при острых лейкозах.
5.Основные нарушения в организме при лейкозах.
6. Принципы диагностики в патогенетической терапии лейкозов.
Работа №1. Характер изменений лейкоцитарной формулы при лейкозах.
Материальное оснащение.
| 1. Мазки крови больных: с острым недифференцированным лейкозом с острым миелобластным лейкозом с острым лимфобластным лейкозом с хроническим миелолейкозом с хроническим лимфолейкозом | - 5 шт. - 5 шт. - 5 шт. - 5 шт. - 5 шт. |
| 2. 11-клавишный счетчик для подсчета лейкоцитарной формулы | - 1 шт. |
| 3. Стеклянная палочка в стакане | - 1 шт. |
| 4. Стакан с марлевыми тампонами | - 1 шт. |
| 5. Микроскоп | - 1 шт. |
| 6. Иммерсионное масло в масленке | - 10 мл |
Ход анализа.
Под иммерсионной системой микроскопа (окуляр – 15х, объектив – 90х) изучают по общепринятой методике окрашенные мазки крови больных лейкозом. Обращают внимание на наличие в крови незрелых форм лейкоцитов (гемоцитобластов, миелобластов, промиелоцитов, миелоцитов, лимфобластов и др.), патологически измененных (вакуоли, токсическая зернистость в цитоплазме; пикноз, набухание или гиперсегментация ядра и др.) и разрушенных клеток. Одновременно выясняют состояние красной крови.
Обнаруженные незрелые и патологически измененные лейкоциты зарисовывают в тетрадях. По результатам гематологических исследований делают соответствующее заключение и выводы.
Работа №2. Решение ситуационных задач по теме.
ЗАНЯТИЕ №14
Тема. Патология системы гемостаза.
Цель занятия. Изучить причины, механизм развития, важнейшие показатели коагулограммы при патологии системы гемостаза.
Теоретические вопросы.
1. Механизмы тромборезистентности сосудистой стенки.
2. Роль тромбоцитов в механизмах гемостаза.
3. Понятие сосудисто-тромбоцитарного (первичного) гемостаза и коакуляционного (вторичного) гемостаза.
4. Методы исследования первичного и вторичного гемостаза. Понятие о коагулограмме.
5. Гиперкоагуляционно-тромботические состояния, тромбозы, этиология, патогенез, исходы.
6. Особенности тромбообразования в артериальных и венозных сосудах, принципы патогенетической терапии тромбозов.
7. Гипокоагуляционно-геморрагические состояния, характеристика, виды.
8. Нарушения первичного гемостаза, роль тромбоцитопений и тромбоцитопатий в их возникновении.
9. Нарушения вторичного гемостаза (дефицит прокоагулянтов, преобладание противосвертывающей системы), причины, механизм развития.
10. Синдром диссеминированного внутрисосудистого свертывания крови, этиология, патогенез, стадии, принцип терапии.
Работа №1. Характер нарушения свертывающей системы у кролика с ДВС-синдромом.
Материальное оснащение.
| 1. Пробирки центрифужные | - 8 шт. |
| 2. Штатив на 5 гнезд | - 4 шт. |
| 3. Пипетки на 0,2 мл | - 9 шт. |
| 4. Пипетки на 1 мл | - 1 шт. |
| 5. Пипетки на 5 мл | - 1 шт. |
| 6. Торсионные весы | - 1 шт. |
| 7. Водяная баня (на 370С) | - 2 шт. |
| 8. Термометр химический | - 2 шт. |
| 9. Фильтровальная бумага (5х5 см) | - 5 шт. |
| 10. Секундомер | - 2 шт. |
| 11. Термостат, установленный на 370С | - 1 шт. |
| 12. 0,277% раствор хлорида кальция | - 20 мл |
| 13. 0,05% раствор хлорида кальция | - 20 мл |
| 14. 5% раствор хлорида кальция | - 20 мл |
| 15. Раствор тромбопластина (навеску в 100 мг растворяют в ступке с 5мл физ. раствора и инкубируют 20 мин при 42-440С. Используют слой жидкости над осадком после отстаивания) | - 2 мл |
| 16. 0,85% раствор хлорида натрия | - 20 мл |
| 17. Плазма крови кролика (до ожоговой травмы) | - 2 мл |
| 18. Плазма крови кролика (после ожоговой травмы) | - 2 мл |
Методика проведения опыта.
У кролика, находящегося под легким наркозом (гексенал, 20мг/кг, в/б) из краевой вены берут кровь (в объеме 3 мл) в пробирку, содержащую 3,8% раствора цитрата натрия (в соотношении 9:1). Затем задние лапы животного погружают на 30с в кипящую воду, что ведет к появлению регионарного ожога. Через 30 мин после нанесения ожоговой травмы вновь забирают кровь в пробирку с цитратом натрия (в том же соотношении). После тщательного встряхивания пробирки центрифугируют при 3000 об/мин в течение 10 мин. Плазму отсасывают в сухую центрифужную пробирку, и с помощью унифицированных методов исследования свертывающей системы крови (см. ниже) определяют показатели коагулограммы до и после нанесения ожоговой травмы.
Путем сопоставления полученных результатов (опыт и контроль) у подопытного кролика выясняют стадию развития ДВС-синдрома. В заключении обсуждают возможные механизмы нарушения свертывания крови при ожоговой болезни.
Важнейшие клинико-лабораторные способы оценки коагулограммы.
Дата добавления: 2019-07-15; просмотров: 126; Мы поможем в написании вашей работы! |
Мы поможем в написании ваших работ!