Возбудитель эпидемического сыпного тифа
1. Морфология, биология и антигенные свойства риккетсий Провачека
Эпидемический сыпной тиф. Возбудителем сыпного тифа является риккетсия Провачека, представляющая собой мелкие (длина 0,5–1 мкм), неподвижные микроорганизмы, не образующие спор и капсул. Они полиморфны, кокковидные, чаще в виде гантелей, палочковидные, нитевидные, ультраформные. Грамотрицательны. Хорошо окрашиваются по Романовсому-Гимзе, методом Здродовского и серебрением по Морозову с концентрацией краски по полосам. Являясь облигатными внутриклеточными паразитами, рикетсии Провачека не растут на тканевых средах.
Большие количества их удается получить в лабораторных условиях в легких мышей при интраназальном заражении (легочные культуры), в куриных эмбрионах (яичные культуры), что имеет значение при изготовлении сыпнотифозных вакцин.
В организме больных они паразитируют в цитоплазме эндотелиальных клеток сосудов и серозных оболочек. Риккетсии обладают гемолитическими и токсичными свойствами. Последние связаны с образованием термолабильных токсических субстанций белковой природы, неотделимых от тела микроорганизмов (видоспецифический антиген). Антигенная структура риккетсий Провачека отличается от других риккетсий (Ку-лихорадки, цуцугамунии, клещевой пятнистой лихорадки) и сходна с риккетсиями Музера благодаря наличию общего термостабильного антигена. Риккетсии Провачека малоустойчивы к нагреванию и действию дезинфицирующих веществ в обычных концентрациях. Значительно большую устойчивость они обнаруживают к действию низких температур и высушиванию. Так, в сухих фекалиях зараженных вшей они сохраняют жизнеспособность при комнатной температуре до 4 мес, а в леднике – до года.
|
|
|
2. Лабораторная диагностика сыпного тифа
Лабораторная диагностика сыпного тифа– бактериологический метод не применяется в связи с его трудностями. Ведущая роль принадлежит серологическим методам исследования.
Чувствительными серологическими реакциями со специфическим риккетсиозным антигеном являются:реакция агглютинаций риккетсий (РАР),реакция связывания комплемента (РСК),реакция непрямой гемагглютинации (РНГА).
В связи с тем, что у некоторых больных бывает положительной лишь одна из серологических проб, необходимо параллельно изучать ряд серологических тестов, обычно РСК и РНГА. Диагностические титры РСК 1:640 и 1:1280 на 12—20-й день болезни.
У реконвалесцентов сыпного тифа комплементсвязывающие антитела сохраняются в течение многих лет, что делает РСК пригодной для ретроспективной диагностики болезни (в титре 1:10). Наибольшую ценность для серодиагностики сыпного тифа имеет РНГА, позволяющая выявить не только суммарный титр антител, но и принадлежность их к классам иммуноглобулинов. При сыпном тифе с 5—7-го дня болезни выявляются антитела, принадлежащие к классу М(IgM), в диагностическом титре 1:1000 и более.
|
|
|
Максимальный титр антител определяется с 15—20-го дня болезни (1:12 800 и более), при этом с 3—4-й недели болезни в сыворотке крови преобладают антитела класса Джи (IgG). У больных болезнью Брила с первых дней болезни и в более высоких цифрах (РСК 1:10 240) и более, РНГА 1:64 000 и более) выявляются антитела принадлежащие классу IgG.
Кожная аллергическая проба с антигеном риккетсий Провачека – чувствительный и специфический иммунологический тест для выявления сенсибилизации организма человека после перенесенного заболевания. Эта реакция является ценным и простым методом определения иммунологической структуры населения в отношении сыпного тифа.
Возбудитель Ку-лихорадки
1. Морфология, биология и антигенные свойства возбудителя Ку-лиходрадки
Ку-лихорадка – природно-очаговая инфекция с разнообразными механизмами заражения, вызываемая риккетсией Coxiella burnetti с резервуарами возбудителей в природных очагах (гамазовые и аргазовые клещи). Это мелкие, кокковидные, палочковидные формы размером 0,25—1 мкм, мельчайшие формы возбудителя проходят через ультрафитрацию. Отличаются полиморфизмом, способны образовывать эль-формы (L-формы)
|
|
|
Риккетсии Coxiella burnetti являются внутриклеточными паразитами. Культивируются в желточных мешках развивающихся куриных эмбрионов, на культурах тканей, на сывороточном агаре. В отличие от других риккетсий возбудитель Ку-лихорадки не имеет общих антигенов ни с одним из видов протея, обладают фазовой изменчивостью (в РСК антигены I фазы обнаруживаются в период реконвалесценции, а II фазы в ранний период болезни).
Из лабораторных животных наиболее чувствительны к риккетсиям Coxiella burnetti морские свинки. После заражения у них развивается генерерализованная инфекция с поражением внутренних органов.
Риккетсии Coxiella burnetti отличаются относительно высокой устойчивостью к ультрафиолетовым лучам. В водопроводной воде они остаются жизнеспособными до 160 дней, в молоке – 125 дней, масле – 40 дней, мясе – 30 дней. В сухих фекалиях инфицированных клещей риккетсии сохраняют жизнеспособность до 1,5 лет, в сухих фекалиях и моче пораженных животных – до нескольких недель, в шерсти животных до 9—12 мес. Погибают при кипячении более 10 мин. Риккетсии устойчивы к ультрафиолетовому облучению, к воздействию формалина, фенола, хлорной извести и других дезинфекторов в обычных рабочих концентрациях.
|
|
|
2. Лабораторная диагностика. Бактериологическое исследование
Бактериологический метод основан на выделении культуры возбудителя из крови, мокроты, ликвора, грудного молока или мочи больных с использованием тканевых сред. Для постановки биологической пробы используются морских свинок, белых мышей и крыс. У морских свинок через 7 дней после заражения развивается лихорадка.
Риккетсии Coxiella burnetti в большом количестве накапливаются в печени, селезенки и других органах. Иногда у морских свинок после заражения бывает бессимптомное течение инфекции, что заставляет прибегать к постановке серологических реакций с целью окончательной диагностики. Специфичность инфекции удается доказать иногда только через нескольких пассажей. Чистые культуры выделяют путем введения в желточный мешок куриных эмбрионов исследуемого материала.
3. Серологическая диагностика
Серологическая диагностика – наиболее проста, доступна и не менее надежна. Наиболее часто применяют реакцию связывания комплемента и реакцию агглютинации. В РСК с антигеном диагностический титр 1:8–1:16 выявляется с 10—12-го дня болезни (с антигеном II фазы) и достигает максимального значения на 3—4-й неделе болезни (с антигеном I фазы). Комплементсвязывающие антитела в низких титрах выявляются у реконвалесцентов в течение ряда лет.
Надежным методом диагностики является иммунолюминисцентный метод исследования.
Для непосредственной и ретроспективной диагностики Ку-лихорадки предложена внутрикожная проба. Трудности приготовления стандартного антигена лишают ее практической ценности, хотя при эпидемиологических и эпизоотологических обследованиях эта проба могла бы быть полезной.
Для выявления природных очагов Ку-лихорадки важны массовые исследования клещей и диких животных на возбудителя. Методом флюоресцирующих антител исследуются гемолимфа и кишечник клещей, препараты-отпечатки внутренних органов животных на зараженность риккетсиями Coxiella burnetti.
Возбудитель чумы
1. Морфология возбудителя чумы
Чума относится к особо опасным инфекциям и является типичным зоонозом с природной очаговостью. Грызуны (суслики, сурки, мыши, крысы) являются резервуаром инфекции в природе и передают ее один другому главным образом через блох. От больных грызунов, также через блох, может заразиться человек, что ведет в дальнейшем к вспышкам чумы среди людей.
Морфология. Возбудитель – Yersinia pestis относится к роду иерсиниа, семейству энтеробактерий. Представляет собой неподвижную, закругленную на конце овоидную палочку размерами (1,5–2) на (0,5–0,7) мкм. Описан полиморфизм возбудителей чумы с появлением удлиненных зернистых, нитевидных и фильтрующихся форм.
Возбудитель чумы не образует спор, имеет капсулу, грамотрицателен, легко окрашивается анилиновыми красителями (более интенсивно на концах – биполярное окрашивание). В мазках из бульона бактерии чумы располагаются цепочками различной длины обычно с хорошо выраженной биполярностью. На агаре с 3 % поваренной соли можно обнаружить причудливые формы.
Микроб чумы при культивировании на искусственных питательных средах в условиях повышенной температуры (37 °C) образует капсулы. Капсула лучше образуется на влажных и слегка кислых питательных средах. Жгутики отсутствуют.
2. Устойчивость возбудителя чумы
Устойчивость возбудителя чумы вне организма к воздействию факторов среды неравнозначна. Понижение температуры увеличивает сроки выживания бактерий, на пищевых продуктах и предметах обихода они сохраняются до 3 мес, в гное бубонов – 40 дней, в крови и мокроте – 1 мес и более. При температуре 55 °C они погибают через 10–15 мин, при 100 °C – спустя несколько секунд. Обычные дезинфекционные средства в рабочих концентрациях (сулема 1:1000, 3–5 % раствор лизола, 3 % раствор карболовой кислоты, 10 % раствор известкового молока), антибиотики (стрептомицин, тетрациклин, левомицетин) оказывают губительное действие на палочку чумы. Бактерии чумы образуют эндо– и экзотоксин, содержат до 20 антигенов.
3. Биология, культуральные свойства
Культуральные свойства – возбудитель чумы факультативный анаэроб. Хорошо растет на обычных жидких и питательных средах (мясопептонный агар, бульон) при температуре 25–30 °C. Для стимуляции роста микроба чумы целесообразно прибавлять в питательную среду сульфит натрия, гемолизированную кровь, которые синтезируют дыхательные ферменты. На агаровых пластинах рост микроба чумы уже через 24 часа заметен в виде нежного сероватого налета.
Колонии на агаре соответствуют R форме (вирулентные); начало развития колонии обнаруживается в виде появления очень маленьких рыхлых глыбок и затем плоских слоистых образований с неровными краями, напоминающих кружевной платочек серовато-белого с голубоватым оттенком цвета. Колониям присущ полиморфизм.
На бульоне культура растет в виде хлопьев, взвешенных, в совершенно прозрачной жидкости с рыхлым осадком на дне. Возбудители чумы восстанавливают нитриты в нитраты, ферментируют с образованием пленки глюкозу, левулезу, мальтозу, галактозу, арабинозу, ксилозу и маннит, продуцируют дегидразы и уреазы. Желатин не разжижают, индол и сероводород не образуют.
Вопрос 65. Лабораторная диагностика чумы
1. Забор материала. Микроскопическое исследование
Чума является чрезвычайно контагиозной, поэтому взятие материала от больного (особенно легочной формы) производится с соблюдением мер предосторожности. Работа в очаге проводится в полном противочумном костюме. В лабораторию могут быть доставлены следующие материалы:
содержимое бубона (легочная форма чумы);
отделяемые язвы или пунктет из карбункула (кожная форма чумы);
материал из зева, взятый тампоном и мокрота (легочная форма чумы);
секционный материал (кусочки органов трупа, кровь);
живые грызуны;
трупы грызунов;
блохи грызунов;
вода;
пищевые продукты.
Материал необходимо брать до назначения лечения. Значение микробиологического диагноза огромно, особенно для выявления первых случаев чумы. Предварительный диагноз устанавливают на основании микроскопического исследования материала, окончательный – на основании выделения и идентификации культуры.
Микроскопическое исследование – мазки фиксируют погружением полностью в жидкость Инпифорова на 20 мин. Окраска по Граму обязательна во всех случаях. Одновременно окрашивают мазок метиленовым синим Лефлера, так как этот метод лучше выявляет биполярность.
2. Бактериологическое исследование
Бактериологическое исследование – посевы исследуемого материала производят на агар добавлением стимуляторов роста (кровь, сульфит натрия). При исследовании материала, обильно загрязненного посторонней микрофлорой (загнившие трупы, мокрота) к агару добавляют генциановый фиолетовый 1:100000. В случаях подозрения на наличие бактериофага посевы обрабатывают антифаговой сывороткой. Инкубацию посевов проводят при 28 °C. В положительных случаях через 12 ч появляются колонии в виде характерных «кружевных платочков».
Когда чистая культура выделена путем прямого посева она подлежит идентификации на основании следующих данных:
внешний вид колонии на агаре;
характерный рост на бульоне;
типичная морфология микробов в мазках и отрицательная окраска по Граму;
типичная патологоанатомическая у лабораторных животных при заражении их чистой культурой;
агглютинация со специфической сывороткой;
отношение к специфическому бактериофагу.
Исследование ферментативных свойств, подвижности и т. п., производят лишь в специальных случаях для дифференциального диагноза с родственными видами бактерий. Проба с фагом осуществляется на твердых средах путем нанесения капли фага на свежий посев культуры и на жидких путем добавления в бульонную культуру фага в количестве
объема культуры. Окончательное заключение делают на основании изучения комплекса признаков исследуемой культуры. При этом не следует забывать явлении изменчивости.
3. Биологическая проба
Биологическая проба обязательна при исследовании; наиболее чувствительными из лабораторных животных являются морские свинки и белые мыши. Для постановки биологической пробы животных заражают внутрибрюшинно, подкожно или внутрикожно, а в случае загрязнения материала посторонней микрофлорой – втиранием в скарифицированную кожу.
В зависимости от способа заражения и степени чувствительности к возбудителю животные погибают от чумы на 3—9-й день после инфицирования изменения во внутренних органах в виде геморрагического воспаления, кровоизлияния: в мазках-отпечатках из органов – множество чумных микроорганизмов; посевы инфицированных органов и крови дают обильный рост возбудителя.
4. Ускоренные методы бактериологического исследования
Ускоренные методы бактериологического исследования. Метод ускоренного обнаружения возбудителя чумы с помощью бактериофага, внесенного в исследуемый материал, используют для исследования объектов, имеющих основное практическое значение: материал от больного, от трупа, из внешней среды.
Исследуемый материал наносят на 3 агаровые пластины с гемолизированной кровью и генциановым фиолетовым. На первой и второй агаровой пластине в исследуемый материал сразу же вносят чумной бактериофаг (разведенный в 10 раз). На третью чашку бактериофаг не добавляют (контроль).
Результаты начинают читать через 2,5–3 ч после помещения их в термостат. При наличии значительного количества микробов чумы в исследуемом материале уже через 2 ч на фоне начального роста чумного микроба видны мелкие палочки бактериофага. Метод ускоренной диагностики чумы основан на свойстве чумного бактериофага быстро (30–40 мин) размножаться в присутствии микроба чумы.
Большого внимания заслуживает люминесцентно-серологическй метод, с помощью которого можно обнаружить возбудитель чумы в воздухе, воде, пищевых продуктах. Реакция нарастания титра фага (в качестве индикаторного фага предложен чумной бактериофаг, выпускаемый институтом «Микроб» в качестве эталонной культуры). Применение реакции нарастания титра фага для индикации чумных микробов основано на экспериментальном исследовании; пользуясь реакцией нарастания титра фага, за 3–3 ч
удается обнаружить 1 млн. палочек чумы.
В качестве исследуемого материала могут быть использованы вода, кровь, отпечатки из органов, выделения из бубона. Материал сначала подращивают на средах, затем прибавляют генциан фиолетовый (1 мл 0,1 %-ный водно-спиртовой раствор на 100 мл среды), для подавления посторонней микрофлоры, а затем добавляют в пробирки разные концентрации фага.
5. Лабораторная диагностика чумы
Серологические реакции в практике нашли широкое применение. Они используются при подозрительных на чуму заболеваниях для ретроспективного диагноза, при обследования природных источников чумы. С этой целью применяют иммуноферментную агглютинацию, реакцию пассивной гемагглютинации, реакции непрямой агглютинации. Экспресс-методом является люминесцентно-серологический, позволяющий обнаружить возбудителя в исследуемом материале через 2 ч.
Возбудитель туляремии
1. Морфологические и культуральные свойства возбудителя туляремии
Для туляремии(Francisella tularensis) как одной из природно-очаговых зоонозных инфекций характерна триада биоценоза: возбудитель;резервуары возбудителя;переносчики – кровососущие насекомые.
Выделяют три подвида туляремийного микроба:
неарктический (американский);
среднеазиатский;
голарктический (европейско-азиатский).
Неарктический подвид бактерии в отличие от остальных характеризуется высокой патогенностью для человека и лабораторных животных.
Морфология: туляремийные бактерии имеют очень мелкие размеры – 0,3–0,5 мкм, способные проходить через некоторые бактериальные фильтры. При культивировании на искусственных питательных средах микроб туляремии обычно имеет формы очень мелкого кокка, а в органах животных чаще встречается в виде коккобактерий.
В культурах на питательных средах бактерии туляремии обнаруживают полиморфизм, особенно выраженный у американской разновидности. Микроб неподвижен, спор не образует, имеет небольшую капсулу. В культурах характерно образование бактериями слизи, легко обнаруживаемой при изготовлении мазков на стекле. Бактерии туляремии окрашиваются всеми красками, обычно применяемыми в лабораторной практике, но заметно бледнее, чем многие бактерии.
По Граму туляремийные бактерии окрашиваются отрицательно. Мазки-отпечатки из органов окрашиваются по Романовсокму-Гимзе, при этом туляремийные микробы отличаются от другой (посторонней) флоры более нежной фиолетовой окраской и более мелкими размерами.
Биология, культуральные свойства: микроб туляремии прихотлив в отношении выращивания на искусственных питательных средах. Он не растет на обычном мясопептонном агаре или бульоне. Микробы удается культивировать на желтковых средах при добавлении цистина и других питательных веществ, особенно крови. Температурный оптимум 36–37°. Строгие аэробы. Изолированные колонии удобно получать при посеве на чашки со средой Емельяновой (гидролизат рыбной муки, желатина, дрожжи, хлористый натрий, глюкоза, цистин, агар) или средой Френсиса – (мясо-пептонный агар с 1 %-ным пептоном, 0,5 %-ный хлористый натрий, цистин, глюкоза).
После стерилизации эти среды добавляют к 5—10 мл кроличьей дефибринированной крови. Колонии на этих средах – беловатого цвета с голубоватым оттенком, круглые, с ровным краем, выпуклые, гладкие, блестящие при разреженном посеве они достигают (через несколько дней) 1–2 мм и более в диаметре.
В жидких питательных средах туляремийный микроб размножается хуже, причем рост отмечается лишь на поверхности среды, что связанно с аэрофильностью бактерии. Хорошие результаты выращивания можно получить либо при добавлении к жидким средам коллоидов (куриного желтка, агара и т. д.), либо при аэрации среды. Способность сбраживать углеводы и спирты у микроба туляремии ограничена. Туляремийные микробы ферментируют до кислоты глюкозу, мальтозу, а в ряде случаев – левулезу и маннозу. Лактозу, сахарозу, маннит и ряд других веществ туляремийные бактерии не ферментируют.
2. Устойчивость к физическим и химическим факторам
Устойчивость к физическим и химическим факторам: во внешней среде возбудитель сохраняется длительное время, особенно при низких температурах: в зерне и соломе при температуре ниже 0 °C до 6 мес, в замерших трупах животных – до 8 мес. В естественных условиях обнаруживали возбудители туляремии в воде ручьев, колодцев, а также в соломе и других объектах, это имеет важное эпидемиологическое значение. Туляремийные бактерии нестойки к высоким температурам – кипячение немедленно убивает микробов, а нагревание до 60 °C обуславливает их гибель в течение 20 мин. Под действием прямых солнечных лучей туляремийные бактерии погибают через 20–30 мин., на рассеянном свету жизнеспособность их сохраняется до 3 дней.
Микроб туляремии не стоек к обычным дезинфицирующим веществам – лизолу, фенолу, хлору, сулеме. Особенно чувствительны бактерии к этиловому спирту и при его воздействии погибают менее чем за минуту.
3. Антигенное строение
Антигенное строение – туляремийный микроб содержит два анитегнных комплекса:
оболочечный (V);
соматический (О).
С оболочечным антигеном связаны вирулентность и иммуногенные свойства возбудителя. При Vi-агглютинации, характерной для вирулентных культур, на дно пробирки в осадок выпадает стойкий агглютинат, при встряхивании легко разбивающийся на мелкие хлопья; при О-агглютинации, свойственной полностью авирулентным культурам, в осадок выпадает нестойкий агглютинат, при встряхивании легко разбивающийся на мелкие хлопья или почти гомогенную взвесь.
Туляремийные бактерии обнаруживают антигенную близость с бруцеллами: специфическая туляремийная агглютинирующся сыворотка высокого титра может в небольших разведениях агглютинировать бруцелл, а бруцеллезная сыворотка – туляремийных бактерий. Некоторые сапрофитные бактерии также обладают способностью частично агглютинироваться туляремийной сывороткой. У музейных штаммов туляремийных бактерий может наблюдаться бактериофагия, но этот феномен можно обнаружить лишь при посеве на чашки со специально подобранными средами.
4. Патогенность возбудителя туляремии
Патогенность. Штаммы туляремийных бактерий, выделяемые в природных очагах от грызунов, клещей и других объектов, а также от больных людей, обладают в высокой степени сходными признаками, включая вирулентность. Различия обнаруживаются лишь между штаммами – американского и европейско-азиатского. При культивировании на искусственных питательных средах происходит превращения туляремийных бактерий из вирулентной S-формы в авирулентную R-форму, их обозначают как SR вариант. Они обладают остаточной вирулентностью для чувствительных к туляремии животным, например белых мышей.
Болезнетворные свойства туляремийного микроба в основном связанны с токсическими веществами, представляющими собой эндотоксин. Микроб туляремии патогенен для многих видов млекопитающих и особенно грызунов, но степень его патогенности не для всех видов одинакова.
Наибольшую восприимчивость и чувствительность к туляремии проявляют полевки, водяные крысы, зайцы, хомяки, домовые мыши и другие грызуны и насекомые. У этих животных даже при минимальных дозах заражения заболевание протекает по типу острой септицемии, они выделяют возбудителя в большом количестве с мочой и калом и погибают с необычайно интенсивным обсеменением бактериями внутренних органов и крови.
Дата добавления: 2018-04-15; просмотров: 379; Мы поможем в написании вашей работы! |
Мы поможем в написании ваших работ!